J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 31 décembre 2003
Dernière mise à jour le 03 juin 2010
ACINETOBACTER
Note : Le terme de genomospecies est fréquemment cité dans ce fichier. Pour une information concernant les genomospecies, voir le fichier ¤ "Définitions d'une genomospecies et d'une espèce bactérienne".
Systématique
Aspects historiques
La systématique des espèces actuellement placées dans le genre Acinetobacter est complexe car ces bactéries ubiquistes ont été isolées indépendamment par de nombreux auteurs et ont été placées dans divers genres (Achromobacter, Alcaligenes, Cytophaga, "Diplococcus", "Bacterium", "Herellea", "Lingelsheimia", "Mima", Micrococcus, Moraxella, Neisseria...). Les données présentées ci-dessous ont été simplifiées mais une excellente synthèse sur l'historique de ces bactérie figure dans l'article de Henriksen 1973.
Les premières souches du genre Acinetobacter ont été isolées en 1911 par Beijerinck et dénommées "Micrococcus calco-aceticus" (sic). En 1948, Schaub et Hauber redécouvrent cette bactérie et ils proposent le nom de "Bacterium anitratum" qui sera ensuite changé en "Moraxella lwoffi (sic) var. glucidolytica" puis en "Moraxella glucidolytica". En 1953, Brisou transfère cette espèce dans le genre Achromobacter avec la nomenclature de "Achromobacter anitratum" (sic).
En 1954, Brisou et Prévot proposent le genre Acinetobacter pour des achromobactéries de la tribu des "Achromobactereae"1 immobiles, parfois capsulées, aérobies ou aéro-anaérobies, cultivant facilement sur les milieux ordinaires et donnant fréquemment des formes courtes et coccoïdes. Ce genre comprenait 16 espèces2 dont l'espèce type "Acinetobacter anitratum" (sic). En 1961, dans son "Traité de systématique bactérienne" Prévot décrit 18 espèces3 et il fait de "Acinetobacter stenohalis" l'espèce type du genre.
La généralisation du test à l'oxydase et son application au genre Acinetobacter a montré que les espèces incluses dans ce genre par Brisou et Prévot étaient soit oxydase positive soit oxydase négative. En 1968, une étude de taxonomie numérique réalisée par Baumann et al. montre que les souches oxydase négative constituent un unique genre et ces auteurs restreignent le genre Acinetobacter aux seules souches oxydase négative. En 1971, cette proposition sera entérinée par le "Subcommittee on Moraxella and Allied Bacteria". Au sein du genre Acinetobacter ainsi défini, Baumann et al. reconnaissent une unique espèce qu'ils proposent de dénommer Acinetobacter calcoaceticus car l'épithète spécifique calcoaceticus a priorité sur celle de anitratum (sic).
Au sein de l'espèce Acinetobacter calcoaceticus, la capacité à oxyder le glucose permettait de distinguer des souches aptes à oxyder ce sucre et des souches incapables d'oxyder le glucose. Pour certains auteurs ce critère autorisait la reconnaissance de deux biovars (ou variétés ou sous-espèces) souvent dénommés "Acinetobacter calcoaceticus var. anitratus" pour les souches oxydant le glucose et "Acinetobacter calcoaceticus var. lwoffii" pour les souches incapables d'oxyder ce sucre. Pour d'autres auteurs, la capacité à oxyder le glucose permettait de définir deux espèces, Acinetobacter calcoaceticus et Acinetobacter lwoffii.
Systématique actuelle
En 1980, les Approved Lists of Bacterial Names citent deux espèces, Acinetobacter calcoaceticus et Acinetobacter lwoffii.
La systématique du genre Acinetobacter est toutefois plus complexe car dès la fin des années 1960, sept biovars et cinq groupes génomiques avaient été mis en évidence.
La réorganisation de ce genre a été initiée par Bouvet et Grimont en 1986. L'étude de 85 souches permet à ces auteurs de distinguer 12 genomospecies. Les genomospecies 1 et 8 correspondent, respectivement, à Acinetobacter calcoaceticus et à Acinetobacter lwoffii. Les genomospecies 2, 4, 5 et 7 ont été dénommées Acinetobacter baumannii, Acinetobacter haemolyticus, Acinetobacter junii et Acinetobacter johnsonii. En 2010, Nemec et al. valident les nomenclatures de Acinetobacter bereziniae sp. nov. et de Acinetobacter guillouiae pour les genomospecies 10 et 11. Les autres genomospecies n'ont pas reçu de nom soit parce qu'il est impossible de les caractériser par leurs caractères phénotypiques soit parce qu'elles renferment un nombre insuffisant de souches.
En 1988, Nishimura et al. décrivent sous le nom de Acinetobacter radioresistens des souches initialement isolées d'échantillons de coton et de sol. Tjernberg et Ursing montreront que les souches de la genomospecies 12 de Bouvet et Grimont appartiennent à cette espèce.
En 1989, Bouvet et Jeanjean mettent en évidence cinq genomospecies supplémentaires (13 à 17). Ces genomospecies ne peuvent être séparées sans ambiguïté et elles n'ont pas été nommées. La même année, Tjernberg et Ursing décrivent trois autres genomospecies (13, 14 et 15) dont la genomospecies 14 est identique à la genomospecies 13 de Bouvet et Jeanjean.
Compte tenu d'une numérotation identique, les termes de "genomospecies 13, 14 ou 15" doivent être suivis du nom des auteurs (Bouvet et Jeanjean ou Tjernberg et Ursing) afin de les différencier.
En 1993, Gerner-Smidt et Tjernberg individualisent deux genomospecies supplémentaires. Une de ces genomospecies, représentée par les souches 10095 et 10169, est apparentée à Acinetobacter calcoaceticus et à la genomospecies 3. La deuxième genomospecies (souches 10090 et 5804) est apparentée à la genomospecies 13 (Tjernberg et Ursing).
En 2001, Nemec et al. décrivent Acinetobacter ursingii et Acinetobacter schindleri.
En 2003, huit nouvelles nomenclatures ont été validement publiées, Acinetobacter baylyi Carr et al. 2003, Acinetobacter bouvetii Carr et al. 2003, Acinetobacter gerneri Carr et al. 2003, Acinetobacter grimontii Carr et al. 2003, Acinetobacter parvus Nemec et al. 2003, Acinetobacter tandoii Carr et al. 2003, Acinetobacter tjernbergiae Carr et al. 2003 et Acinetobacter towneri Carr et al. 2003.
En 2008, Vaneechoutte et al. montrent cependant que Acinetobacter grimontii est un synonyme ultérieur et hétérotypique de Acinetobacter junii.
En 2009, quatre nouvelles espèces ont été incluses dans le genre Acinetobacter : Acinetobacter beijerinckii, Acinetobacter gyllenbergii, Acinetobacter soli et Acinetobacter venetianus.
En 2010, Nemec et al. valident les nomenclatures de Acinetobacter bereziniae sp. nov. et de Acinetobacter guillouiae pour les genomospecies 10 et 11.
Si l'on tient compte du fait que Acinetobacter grimontii est un synonyme ultérieur et hétérotypique de Acinetobacter junii, le genre Acinetobacter comprend actuellement 33 genomospecies dont 22 correspondent à des espèces différentes ayant reçu un nom validement publié.
Les analyses phylogénétiques, basées sur les séquences des gènes gyrB, montrent cependant que le genre Acinetobacter est très hétérogène et que les diverses espèces et genomospecies pourraient appartenir à des genres différents.
Longtemps considéré comme un représentant de la famille des Neisseriaceae, le genre Acinetobacter est actuellement inclus dans la famille des Moraxellaceae (ordre des ¤ Pseudomonadales, classe des ¤ Gammaproteobacteria, phylum des ¤ "Proteobacteria", domaine des "Bacteria").
Caractères bactériologiques
Les souches du genre Acinetobacter sont constituées de bactéries à Gram négatif (pouvant cependant résister à la décoloration), non sporulées, parfois capsulées, immobiles (mais pouvant présenter une mobilité par saccade résultant de la présence de fimbriae polaires), aérobies strictes, à métabolisme respiratoire strict, catalase positive et oxydase négative.
En phase exponentielle de croissance, les Acinetobacter sp. se présentent sous la forme de bacilles de 0,9 à 1,6 µm de diamètre sur 1,5 à 2,5 µm de longueur, souvent groupés par deux ou parfois en chaînes de longueur variable. Dans les cultures âgées, on peut observer des formes sphériques ou filamenteuses.
Les Acinetobacter sp. ne réduisent généralement pas les nitrates en nitrites en milieu complexe. Toutefois, certaines souches réduisent les nitrates en milieu minéral minimum, mais ces souches ne sont pas capables de croître en anaérobiose en utilisant les nitrates comme accepteur final d'électrons.
L'oxydation du glucose et d'autres sucres en acide gluconique résulte de la présence d'une glucose déshydrogénase membranaire. Durant de nombreuses années, l'oxydation du glucose a été utilisée pour différencier des biovars, des variants, des sous-espèces et même des espèces. En fait, les souches de nombreuses espèces peuvent oxyder le glucose (voir le tableau I et le tableau II).
Une réponse négative est obtenue pour les tests LDC, ODC, ADH, production d'hydrogène sulfuré, indole, bêta-galactosidase et DNase.
Une réponse variable est obtenue pour l'hydrolyse de la gélatine. Quelques souches produisent une uréase ou une phénylalanine désaminase d'activité faible.
D'autres caractères sont présentés dans le tableau I et le tableau II.
Acinetobacter baumannii, Acinetobacter calcoaceticus, Acinetobacter genomospecies 3 et Acinetobacter genomospecies 13 (Tjernberg et Ursing) sont très difficiles à distinguer par leurs caractères phénotypiques si bien que ces taxons sont souvent regroupés au sein d'un groupe appelé le "complexe Acinetobacter calcoaceticus-baumannii". Les principaux caractères permettant de différencier les taxons de ce complexe sont donnés dans le tableau III.
La croissance est facilement obtenue sur les milieux ordinaires. La température d'incubation doit être comprise en 30 et 35 °C car Acinetobacter johnsonii, Acinetobacter tjernbergiae ainsi que des souches de Acinetobacter genomospecies 11 et de Acinetobacter genomospecies 14 (Tjernberg et Ursing) ne cultivent pas à 37 °C.
Les souches de Acinetobacter parvus et quelques souches de Acinetobacter gyllenbergii cultivent faiblement à 37 °C et leur croissance est meilleure lorsque l'incubation est effectuée à 30°C.
Sur une gélose trypticase soja incubée à 30° C, les colonies sont convexes, circulaires, lisses, translucides ou légèrement opaques, muqueuses pour les souches capsulées et généralement non pigmentées. À l'exception de Acinetobacter parvus, le diamètre des colonies est de 0,5 à 2,0 mm après 24 heures d'incubation et de 2 à 4 mm de diamètre après 48 heures d'incubation. Les colonies de Acinetobacter parvus sont plus petites et leur diamètre ne dépasse pas 0,9 mm après 48 heures d'incubation.
Après 48 heures d'incubation, les colonies obtenues sur une gélose au sang de mouton ou de cheval peuvent être hémolytiques (voir le tableau I et le tableau II).
Quelques souches de Acinetobacter genomospecies 3 ont une odeur fruitée.
Habitat et pouvoir pathogène
Habitat
Les Acinetobacter sp. sont considérés comme des bactéries ubiquistes ayant pour principal habitat le sol, les eaux, les végétaux, la peau saine de l'homme et des animaux. Compte tenu de la difficulté à caractériser les diverses espèces et genomospecies il est toutefois difficile de préciser avec exactitude l'habitat exact de ces différents taxons.
Acinetobacter baylyi, Acinetobacter bouvetii, Acinetobacter calcoaceticus, Acinetobacter gerneri, Acinetobacter haemolyticus, Acinetobacter johnsonii, Acinetobacter junii, Acinetobacter lwoffii, Acinetobacter radioresistens, Acinetobacter soli, Acinetobacter tandoii, Acinetobacter tjernbergiae, Acinetobacter venetianus et Acinetobacter genomospecies 3 sont les principales espèces isolées du milieu extérieur.
Des souches de Acinetobacter sp. sont fréquemment isolées des eaux usées et des boues activées des stations d'épuration. Elles sont capables de stocker les phosphates sous forme de polyphosphates, mais leur rôle en tant qu'agent biologique d'élimination des phosphates a certainement été surestimé. En effet, les Acinetobacter sp. ne représentent qu'un faible pourcentage de la flore présente dans les boues activées.
Chez l'homme, les Acinetobacter sp. font partie la flore cutanée normale et ils sont fréquemment retrouvés dans les zones humides (aines, creux axillaires, espaces interdigitaux). Ces bactéries sont également isolées de la bouche, de la gorge, de la trachée, du nez, de la conjonctive, de l'urine, du rectum... L'importance de la colonisation et les espèces isolées diffèrent entre les patients hospitalisés et les individus sains. D'une manière globale, les espèces les plus fréquemment isolées sont Acinetobacter baumannii, Acinetobacter johnsonii, Acinetobacter lwoffii, Acinetobacter radioresistens, Acinetobacter genomospecies 3 et Acinetobacter genomospecies 13 (Tjernberg et Ursing).
Chez les animaux, la majorité des souches ne sont pas complètement identifiées et elles sont souvent qualifiées de Acinetobacter calcoaceticus. Toutefois, des souches de Acinetobacter baumannii ont été mises en évidence chez le cheval, le chien et le chat.
Les Acinetobacter (notamment Acinetobacter johnsonii) sont également présents en grand nombre dans la flore des aliments frais ou altérés (notamment les carcasses de volaille et les poissons, mais aussi les viandes des animaux de boucherie, le lait et les produits laitiers) stockés dans des conditions d’aérobiose. Leur rôle en tant qu’agent d’altération est discuté car ces bactéries ne sont pas ou peu protéolytiques et elles ne produisent pas d’hydrogène sulfuré. Toutefois, de nombreuses souches isolées des aliments ont un pouvoir lipolytique et elles hydrolysent le Tween 80, quelques souches capsulées sont aptes à donner une consistance visqueuse au lait et à la surface des fromages (ce phénomène est dû à la production de lévanes qui est un constituant de la capsule) et quelques souches produisent un pigment brun diffusible.
Pouvoir pathogène
Acinetobacter baylyi, Acinetobacter bouvetii, Acinetobacter gerneri, Acinetobacter tandoii et Acinetobacter tjernbergiae n'ont été isolés que de boues de stations d'épuration et elles ne présentent donc pas d'intérêt médical ou vétérinaire. Il en va de même pour Acinetobacter venetianus, espèce capable de dégrader les hydrocarbures.
En revanche, les autres espèces ou genomospecies du genre Acinetobacter peuvent être isolées de prélèvements cliniques chez l'homme et/ou chez les animaux.
Pouvoir pathogène chez l'homme
Les données concernant Acinetobacter schindleri (espèce décrite en 2001), Acinetobacter ursingii (espèce décrite en 2001), Acinetobacter parvus (espèce décrite en 2003), Acinetobacter beijerinckii (espèce décrite en 2009), Acinetobacter gyllenbergii (espèce décrite en 2009), Acinetobacter bereziniae (espèce décrite en 2010) et Acinetobacter guillouiae (espèce décrite en 2010) sont encore peu nombreuses.
. Acinetobacter gyllenbergii, Acinetobacter schindleri et Acinetobacter ursingii n'ont été identifiées que chez l'homme.
Les neuf souches de Acinetobacter gyllenbergii ont été isolées de l'urine, du vagin, de la gorge, du sang, d'une plaie, d'un crachat, d'un sinus et de prélèvements trachéobronchiques.
Acinetobacter schindleri est principalement isolé de sites non stériles (peau, urine, appareil génital, gorge, nez...) chez des individus non hospitalisés.
La majorité des souches de Acinetobacter ursingii ont pour origine des patients hospitalisés atteints de maladies graves. Environ la moitié de ces souches sont isolées du sang et plusieurs individus infectés présentent des septicémies. Dans au moins deux cas, une même souche a pu être isolée de deux patients hospitalisés dans une même unité ce qui suggère que ces souches ont la capacité à diffuser au sein d'un service hospitalier.
. À la connaissance de l'auteur, une seule publication fait état de l'isolement de Acinetobacter parvus. Sur les 14 souches identifiées, 13 ont pour origine des prélèvements d'origine humaine (sang, oreille, œil, peau, vagin) et une provient d'un chien atteint d'une otite moyenne récidivante. Une des souches isolée du sang d'un patient semble avoir été transmise par la pose d'un cathéter contaminé.
. Sur les 13 souches de Acinetobacter beijerinckii étudiées par Nemec et al., neuf avaient pour origine des prélèvements d'origine humaine.
. Seize souches de Acinetobacter bereziniae ont été incluses dans l'étude de Nemec et al. Treize souches provenaient de divers prélèvements humains (plaies, urine, sang, crachat, fèces) ou de l'environnement hospitalier.
. Sur les 17 souches de Acinetobacter guillouiae étudiées par Nemec et al., huit ont été isolées de prélèvements d'origine humaine (plaies, urine, sang, crachat, fèces, conduit auditif).
En ce qui concerne l'importance des autres espèces et genomospecies isolées de prélèvements cliniques, les données varient selon les enquêtes. Il convient également de souligner que l'identification précise des espèces et des genomospecies est difficile si bien que certaines souches, imparfaitement caractérisées, sont souvent dénommées Acinetobacter baumannii. Globalement, les espèces les plus fréquemment isolées sont Acinetobacter baumannii, Acinetobacter haemolyticus, Acinetobacter junii, Acinetobacter lwoffii, Acinetobacter radioresistens, Acinetobacter genomospecies 3 et Acinetobacter genomospecies 13 (Tjernberg et Ursing).
Chez l'homme les Acinetobacter sont principalement responsables d'infections nosocomiales (infections contractées à l'hôpital), notamment chez des patients affaiblis (traumatismes multiples, cancer, immunodépression...).
Les acinétobactéries sont ainsi responsables de septicémies, de méningites, d’endocardites, de suppurations (abcès du cerveau, abcès du poumon, abcès de la thyroïde, surinfections des plaies d’origine traumatique ou chirurgicale, lésions purulentes de l’œil...), de pneumopathies, d’infections urinaires...
En France, l'espèce la plus souvent incriminée est Acinetobacter baumannii qui à elle seule représente plus de 90 p. cent des souches d'origine hospitalière.
Les Acinetobacter sp. sont responsables d'environ 10 p. cent des infections nosocomiales et leur grande résistance aux antibiotiques rend le traitement des malades extrêmement difficile. Plusieurs facteurs expliquent la fréquence de ces infections nosocomiales : (i) les Acinetobacter sp. sont des bactéries isolées des malades et du personnel soignant : (ii) les Acinetobacter sp. sont présents dans le milieu extérieur (système de ventilation, siphons de lavabo, robinetteries, linges humides, matelas, matériel présent dans les chambres des malades, matériel médical...) et leur survie sur du matériel inerte ou dans des poussières peut être supérieure à 8 jours ; (iii) l'utilisation d'antibiotiques à large spectre permet une sélection des Acinetobacter sp. qui sont souvent multirésistants aux antibiotiques ; (iv) le développement des techniques de réanimation et d'explorations invasives (intubation, pose de sonde, pose de cathéters...) favorise la contamination des malades.
Dans les années 1980, les infections les plus fréquentes étaient postopératoires et urinaires. Actuellement, de telles infections existent toujours mais elles sont supplantées par des infections respiratoires et des bactériémies.
La maîtrise des épidémies d'infections nosocomiales est supervisée par les Comités de Lutte contre les Infections Nosocomiales (CLIN) mis en place au sein de chaque hôpital public ou privé. Elle nécessite une étroite collaboration entre les bactériologistes, les médecins et l'ensemble du personnel soignant. Parmi les principales mesures on peut signaler l'isolement des malades infectés ou porteurs, le renforcement des mesures d'hygiène pour éviter les transmissions croisées, un renforcement du nettoyage et de la désinfection, l'utilisation systématique de matériel à usage unique, la recherche et l'élimination d'une éventuelle source de contamination.
Le laboratoire de bactériologie joue un rôle primordial. Il alerte les services cliniques lors d'une augmentation anormale de l'incidence des cas dans un service, il détecte les patients contaminés et infectés, il contrôle l'efficacité des mesures de nettoyage et de désinfection, il participe à l'identification des sources de contamination et il procède au typage des souches.
Les infections communautaires (contractées en dehors de l'hôpital), principalement pulmonaires, surviennent généralement sur un terrain débilité (tabagisme, alcoolisme, bronchite chronique, cancer, antécédents de pneumonie). Ce sont des infections aiguës, de brève durée, graves et souvent mortelles en l'absence d'un traitement précoce et efficace.
Des infections communautaires, principalement dues à Acinetobacter baumannii et liées au climat tropical ont été décrites par exemple à Taiwan ou dans le Nord de l'Australie.
Pouvoir pathogène chez l'animal
Chez les animaux, les infections à Acinetobacter sp. (souvent isolement du germe à l’état pur) ont été identifiées à plusieurs reprises : septicémies chez la poule avec un taux de mortalité de l’ordre de 15 p. cent, septicémies chez le dindon, septicémies chez le veau, mammites et métrites chez la vache, avortements chez les bovins, les porcins et les équins, kératoconjonctivites chez les bovins, omphalites chez le veau, otites chez le chat, infections respiratoires chez le cheval, balanoposthites chez le cheval.
Outre ces infections authentiques, les Acinetobacter sont isolés en association avec d’autres bactéries à partir de prélèvements très divers sans que l’on puisse préciser leur rôle étiologique.
Deux souches de Acinetobacter beijerinckii ont été isolées d'infections respiratoires chez le cheval, deux souches de Acinetobacter bereziniae ont été isolées d'animaux (une souche de l'œil d'un lapin et une souche d'une plaie chez un phoque), deux souches de Acinetobacter guillouiae ont également été isolées de l'animal (une souche de l'œil d'un chat et une souche du lait de vache), mais aucune donnée complémentaire n'est disponible.
Comme chez l'homme, des infections nosocomiales à Acinetobacter baumannii ont été décrites chez le cheval, le chat et le chien.
Une contamination par Acinetobacter calcoaceticus a été évoquée pour expliquer, au moins partiellement, la pathogénie de l'encéphalopathie spongiforme bovine. Cette hypothèse repose sur la présence de déterminants antigéniques communs entre Acinetobacter calcoaceticus et des protéines du système nerveux central, ainsi que sur la présence d'auto-anticorps de la classe des IgA chez les bovins atteints d'encéphalopathie spongiforme. Une étude ultérieure n'a cependant pas permis de confirmer le rôle des Acinetobacter sp.
Il est intéressant de noter qu'une hypothèse comparable a été avancée dans la pathogénie de la sclérose en plaques.
Facteurs de pathogénicité
Les Acinetobacter sp. sont considérés comme des bactéries peu pathogènes, provoquant des signes cliniques chez des individus affaiblis mais rarement chez des individus normaux. Les facteurs de pathogénicité des acinétobactéries sont encore mal connus.
Acinetobacter baumannii se révèle relativement peu pathogène pour la souris et, par voie intrapéritonéale, la dose létale 50 p. cent varie de 106 à 108 unités formant colonies. Toutefois, dans un modèle de pneumonie expérimentale chez la souris C3H/HeN, l'administration intratrachéale de Acinetobacter baumannii conduit à une pneumonie aiguë hémorragique comparable aux pneumonies communautaires décrites dans les pays tropicaux.
La production de slime (polysaccharides de surface) par les souches de Acinetobacter sp. augmente la virulence d'autres bactéries comme Pseudomonas aeruginosa ou Escherichia coli. Environ la moitié des acinétobactérioses sont des infections mixtes ce qui confère à cette observation une certaine importance clinique. Le slime, produit au cours de la phase exponentielle de croissance, inhibe la migration des granulocytes neutrophiles et possède un pouvoir toxique pour ces cellules. Toutefois, une étude portant sur 100 souches a monté que seules 14 p. cent d'entre elles produisaient du slime.
Comme les autres bactéries à Gram négatif, les acinétobactéries possèdent un lipopolysaccharide doué de propriétés endotoxiniques : il est toxique pour la souris, pyrogène chez le lapin et il provoque une lyse des amoebocytes de limules (Limulus polyphemus). L'endotoxine est produite in vivo car une réaction positive au test limule est observée au cours des septicémies.
La présence d'une capsule polysaccharidique est considérée comme un facteur de virulence car elle s'oppose à la phagocytose. De plus, avec les fimbriae, elle pourrait jouer un rôle dans l'adhésion aux cellules épithéliales.
Toutefois, la capsule pourrait rendre la surface des bactéries plus hydrophiles alors que les souches de Acinetobacter baumannii isolées de dispositifs médicaux (cathéters, sondes trachéales, sondes vésicales, prothèses...) présentent une surface plus hydrophobe que les souches de la même espèce isolées d’individus sains. L’hydrophobicité de surface d’un micro-organisme est un facteur important pour expliquer l’attachement sur les divers polymères constitutifs des biomatériaux et cette propriété jouerait un rôle dans la virulence.
Les souches hémolytiques produisent une phospholipase C qui hydrolyse la lécithine, la phosphatidyléthanolamine et la sphingomyéline et qui est cytotoxique pour les leucocytes.
La captation du fer est sous la dépendance d'un sidérophore du type aérobactine et appelé acinétobactine et de protéines de membrane externe dont la synthèse est réprimée en présence de fer dans l'environnement.
Diagnostic bactériologique
Isolement
L'isolement des Acinetobacter sp. peut être réalisé sur des milieux d'usage courant (gélose nutritive, gélose trypticase soja, gélose cœur-cervelle) incubés à 30-35 °C.
Des milieux sélectifs et permettant une orientation du diagnostic peuvent être utilisés pour inhiber la croissance des bactéries associées. C'est le cas du milieu Herellea4 ou du milieu de Leeds5.
Pour la recherche des Acinetobacter sp. dans l'environnement et notamment lorsque le nombre de germes est faible, il est possible de recourir à un enrichissement selon la technique de Baumann et al6. Après une incubation sous forte agitation pendant 24 à 48 heures, le milieu d'enrichissement est repiqué sur des milieux sélectifs. La forte agitation empêche la migration des souches mobiles de Pseudomonas sp. vers la surface et la consommation de l'oxygène nécessaire à la croissance des Acinetobacter sp. Le pH du milieu, compris entre 5,5 et 6, favorise également la croissance des acinétobactéries.
Cette technique est également utilisée pour l'isolement des Acinetobacter sp. à partir des selles ou d'autres prélèvements cliniques.
Diagnostic de genre
Les souches du genre Acinetobacter se différencient facilement des représentants de la famille des Enterobacteriaceae car elles sont incapables de cultiver en anaérobiose.
L'absence d'oxydase permet également de les différencier des genres Moraxella et Psychrobacter.
En cas de doute, l'appartenance d'une souche au genre Acinetobacter peut être confirmée par un test de transformation qualitative, mis au point par Juni et utilisant une souche spontanément compétente de Acinetobacter sp. auxotrophe pour le tryptophane (la souche BD413 = trpE27 = ATCC 33308 = CIP 104004 = DSM 587).
Mise en présence d'ADN extrait d'une souche de Acinetobacter sp., la souche auxotrophe devient prototrophe. En revanche, un résultat négatif est observé lorsque l'ADN est extrait de souches n'appartenant pas au genre Acinetobacter.
Toutes les souches du genre Acinetobacter sont capables de transformer la souche BD413 et le genre Acinetobacter constitue donc une unique genospecies au sens de Ravin (voir l'entrée Genospecies in Glossaire de nomenclature bactérienne).
Pour Bouvet et Joly-Guillou, ce test devrait faire partie de la définition du genre Acinetobacter. La technique du test de transformation est donnée dans la note infrapaginale 7.
Diagnostic d'espèce ou de genomospecies
L'identification biochimique des diverses espèces et genomospecies est difficile et les résultats varient selon les techniques utilisées et les auteurs. De ce fait, les résultats présentés dans le tableau I, le tableau II et le tableau III sont à considérer avec une certaine prudence.
. La capacité à croître à 37, 41 et 44 °C varie avec la composition du milieu. Elle doit être recherchée dans un bouillon trypticase soja ensemencé avec deux gouttes d'une culture en bouillon de 24 heures. La lecture s'effectue après 24 et 48 heures d'incubation dans un bain-marie.
. L'acidification du D-glucose et des autres sucres est mise en évidence soit dans le milieu de Hugh et Leifson soit dans le milieu "Purple agar base medium" (Difco). Selon les auteurs la lecture est effectuée soit après 24 heures d'incubation à 30 °C soit après 5 jours d'incubation.
. La recherche de l'hydrolyse de la gélatine peut avoir recours à la méthode de Frazier.
. Les tests d'assimilation sont indispensables à l'identification. Les auxanogrammes s'effectuent dans un milieu chimiquement défini comme le milieu de Cruze8 ou le milieu M639 contenant une concentration finale de 0,1 p. cent de chaque substrat carboné. La technique préconisée par Bouvet et Joly-Guillou consiste à placer 0,1 mL d'une suspension d'opacité 0,5 de l'échelle de MacFarland dans 3 mL de milieu de Cruze réparti dans des tubes de 12 x 120 mm. Les tubes sont inclinés afin de favoriser l'aérobiose et la lecture est effectuée après 48 heures et six jours d'incubation.
. Les galeries d'identification commercialisées (API 20 NE, Biolog) ne permettent pas d'obtenir un diagnostic exact de l'espèce.
Pour pallier les insuffisances de l'identification biochimique, plusieurs autres techniques ont été proposées comme l'électrophorèse des protéines d'enveloppe, l'amplification de divers gènes (gènes codant pour les ARN ribosomaux, gènes codant spécifiquement pour l'ARNr 16S, gènes RecA) suivie de la restriction des amplicons, l'AFLP (Amplified-Fragment Length Polymorphism), la FAFLP (Fluorescent Amplified-Fragment Length Polymorphism), l'ARDRA (Amplified rDNA Restriction Analysis), l'amplification des séquences intergéniques 16S-23S, l'électrophorèse d'iso-enzymes...
À la connaissance de l'auteur, aucune de ces techniques n'a concerné l'ensemble des espèces et des genomospecies actuellement décrites. L'ARDRA semble cependant avoir été appliquée à toutes les espèces et genomospecies susceptibles d'infecter l'homme et/ou les animaux et elle a été utilisée pour caractériser des souches de Acinetobacter baumannii isolées en médecine vétérinaire. Pour de plus amples renseignements, voir le site Identification of Acinetobacter genomic species by means of amplified rDNA restriction analysis (ARDRA).
Typage infra-spécifique
Le typage infra-spécifique est nécessaire pour identifier et suivre les souches responsables de flambées d'infections nosocomiales. Ce typage n'est pas d'une utilisation courante en médecine vétérinaire et son étude dépasse le cadre de ce fichier. Le lecteur intéressé pourra cependant se reporter à des articles de synthèse comme celui de Bouvet et Joly-Guillou (2000).
Sensibilité aux antibiotiques
Les souches de Acinetobacter sp. sont naturellement résistantes à la pénicilline G mais, au moins dans les années 1970, elles étaient sensibles à la majorité des autres antibiotiques.
L'utilisation de quantités importantes d'antibiotiques et notamment d'antibiotiques à large spectre a sélectionné des souches multirésistantes. De ce fait, les souches les plus résistantes sont isolées en milieu hospitalier et certaines souches de Acinetobacter baumannii sont considérées comme les plus résistantes des bacilles à Gram négatif. Toutes les autres espèces ou genomospecies du genre Acinetobacter isolées en clinique sont capables d'exprimer la même multirésistance. Toutefois, les souches de Acinetobacter junii, de Acinetobacter lwoffii et de Acinetobacter genomospecies 13 (Tjernberg et Ursing) sont généralement plus sensibles que les souches de Acinetobacter baumannii et les souches de Acinetobacter johnsonii et de Acinetobacter genomospecies 3 et 10 ont une sensibilité intermédiaire.
Cette multirésistance pose de nombreuses difficultés de traitement lors d'infections nosocomiales. De plus, outre une élévation du taux de mortalité, elle provoque des surcoûts résultant d'une augmentation des durées d'hospitalisation, d'une augmentation des frais thérapeutiques, de la réalisation de nombreuses analyses bactériologiques, d'une éventuelle fermeture de lits voire de services entiers et des frais liés au nettoyage et à la désinfection.
Les mécanismes de résistance sont extrêmement nombreux : production de céphalosporinases, production de pénicillinases plasmidiques, acquisition de plasmides ou de transposons codant pour des enzymes modifiant les aminosides, mutations de l'ADN-gyrase provoquant une résistance aux quinolones, résistance plasmidique au triméthoprime, transposon codant pour une acétyltransférase inhibant le chloramphénicol, mécanismes d'imperméabilité, mécanismes d'efflux...
Les souches d'origine vétérinaire ont souvent une meilleure sensibilité que les souches d'origine humaine mais le recours à l’antibiogramme est une nécessité.
Il est intéressant de noter que la grande résistance aux antibiotiques de Acinetobacter baumannii n'est pas corrélée à une résistance aux antiseptiques et désinfectants. Ainsi, cette bactérie reste sensible aux sept antiseptiques et aux deux désinfectants testés par Martró et al.
Orientation bibliographique
Systématique et bactériologie
Voir aussi le fichier Acinetobacter in List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature.
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Publication de synthèse
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Sites Internet français consacrés aux infections nosocomiales
Centre de Coordination de la Lutte Contre Les Infections Nosocomiales : le C. CLIN Ouest
Centre de Coordination de la Lutte Contre Les Infections Nosocomiales : le C.CLIN Paris Nord
Centre de Coordination de la Lutte Contre Les Infections Nosocomiales : le C. CLIN Sud-Est
Centre de Coordination de la Lutte Contre Les Infections Nosocomiales : le C. CLIN Sud-Ouest
Le LIEN: association de victimes d'infections nosocomiales
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1 : La tribu des "Achromobactereae" selon Prévot 1961
La tribu des "Achromobactereae" rassemble des espèces non pigmentées, non pathogènes pour les plantes et classées dans la famille des Pseudomonadaceae.
Cette tribu comprend trois genres Achromobacter (comprenant également les sous-genre Beneckea, Photobacterium, Zymomonas et peut-être Zoogloea), le genre Acinetobacter (comprenant également le sous-genre Moraxella) et le genre Mycoplana.
2 : Espèces du genre Acinetobacter selon Brisou et Prévot 1954
Acinetobacter anitratum (sic) (espèce type du genre)
"Acinetobacter butyri"
"Acinetobacter coadunatum" (sic)
"Acinetobacter coccoideum" (sic)
"Acinetobacter delmarvae"
"Acinetobacter douglasi" (sic)
"Acinetobacter equirulis"
"Acinetobacter larveae"
Acinetobacter lwoffi (sic)
"Acinetobacter marshalli"
"Acinetobacter metalcaligenes"
"Acinetobacter nasalis"
"Acinetobacter spermophilum"(sic)
"Acinetobacter stenohalis"
"Acinetobacter viscosum" (sic)
"Acinetobacter winogradskyi"
3 : Espèces du genre Acinetobacter selon Prévot 1961
"Acinetobacter stenohalis" (espèce type du genre)
Acinetobacter anitratum (sic)
"Acinetobacter butyri"
"Acinetobacter candicans"
"Acinetobacter coccoideum" (sic)
"Acinetobacter delmarvae"
"Acinetobacter douglasi" (sic) (selon Prévot, cette espèce est insuffisamment décrite)
"Acinetobacter equirulis"
"Acinetobacter eurydice" (sic)
"Acinetobacter larvae"
"Acinetobacter marshalli" (sic)
"Acinetobacter metalcaligenes"
"Acinetobacter nasalis"
"Acinetobacter parvulus"
"Acinetobacter pfaffi" (sic)
"Acinetobacter spermophilum" (sic)
"Acinetobacter viscolactis"
"Acinetobacter winogradskyi"
4 : Milieu Herellea (composition pour un litre)
Agar : 16 g
Digestion pancréatique de caséine : 15,0 g
Lactose : 10,0 g
Maltose : 10,0 g
Digestion enzymatique de farine de soja : 5,0 g
NaCl : 5,0 g
Sels biliaires : 1,25 g
Pourpre de bromocrésol : 0, 020 g
Les colonies de Acinetobacter sp. apparaissent d'une couleur lavande pâle.
5 : Milieu de Leeds ou Leeds Acinetobacter medium (composition pour un litre)
D'après JAWAD (A.), HAWKEY (P.M.), HERITAGE (J.) et SNELLING (A.M.) : Description of Leeds Acinetobacter medium, a new selective and differential medium for isolation of clinically important Acinetobacter spp., and comparison with Herellea agar and Holton's agar. J. Clin. Microbiol., 1994, 32, 2353-2358.
Agar Oxoid n° 1 : 10 g
Hydrolysat acide de caséine : 15 g
Peptone de soja : 5 g
NaCl : 5 g
D-fructose : 5 g
Saccharose : 5 g
D-mannitol : 5 g
L-phénylalanine : 1 g
Citrate de fer ammoniacal : 0,4 g
Rouge de phénol : 0,02 g
Eau distillée : q.s.p. 1000 mL
Autoclaver, refroidir à 50 °C et ajouter les solutions d'antibiotiques pour obtenir une concentration finale de 10 mg/L de vancomycine, de 15 mg/L de cefsulodine et de 50 mg/L de cefradine.
Les colonies de Acinetobacter sp. apparaissent roses sur un fond mauve.
6 : Milieu d'enrichissement
D'après BOUVET (P.J.M.) et JOLY-GUILLOU (M.L.) : Acinetobacter. In : J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Précis de bactériologie clinique, Editions ESKA, Paris, 2000, pp. 1239-1258.
Tampon phosphate KH2PO4 - Na2HPO4 0,04M pH 6 : 1000 mL
KNO3 : 2g
MgSO4, 7H2O : 0,2 g
Acétate de sodium (trihydrate) : 2 g
Incuber à 30 °C sous forte agitation pendant 24 à 48 heures.
7 : Test de transformation qualitative
D'après BOUVET (P.J.M.) et JOLY-GUILLOU (M.L.) : Acinetobacter. In : J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Précis de bactériologie clinique, Editions ESKA, Paris, 2000, pp. 1239-1258.
Préparation de l'ADN
Centrifuger 1 mL d'une culture en bouillon de la souche à tester.
Reprendre le culot dans 500 µL de tampon de lyse (citrate triNa, 2H2O : 0,44 g ; NaCl : 0,88 g ; SDS : 0,05 g ; H2O : 100 mL).
Placer 1 heure au bain-marie à 70 °C.
Préparation du milieu indicateur
Milieu de Cruze : 1000 mL (voir la note 8)
Aspartate de sodium : 2 g
Agar purifiée (Difco) : 15 g
Transformation
Inonder le milieu indicateur avec une suspension en eau distillée de la souche compétente auxotrophe pour le tryptophane (souche BD413 = trpE27 = ATCC 33308 = CIP 104004 = DSM 587).
Éliminer l'excédent.
Laisser parfaitement sécher la surface du milieu.
Déposer sur un quadrant l'ADN à tester (la stérilité de l'ADN à tester doit être vérifiée en parallèle sur une gélose ordinaire).
Incuber 24 à 36 heures à 30 °C.
Résultat
L'apparition de colonies à l'endroit du dépôt d'ADN traduit une transformation positive et l'appartenance de la souche à tester au genre Acinetobacter.
8 : Milieu de Cruze
D'après BOUVET (P.J.M.) et JOLY-GUILLOU (M.L.) : Acinetobacter. In : J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Précis de bactériologie clinique, Editions ESKA, Paris, 2000, pp. 1239-1258.
K2HPO4 : 10 g
Na2HPO4 : 5 g
MgSO4, 7H2O : 0,2 g
SO4(NH4)2 : 2 g
CaCl2, 2H2O : 0,001 g
FeSO4, 7 H2O : 0,001 g
H2O : q.s.p. 1000 mL
9 : Milieu M63 (formule pour un litre)
PO4H2K : 13,6 g
SO4(NH4)2 : 2 g
SO4Mg, 7H2O : 0,2 g
SO4Fe, 7H2O : 0,0005 g
H2O : q.s.p. 1000 mL