J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 03 avril 2007
BIBERSTEINIA, BIBERSTEINIA TREHALOSI
Autres dénominations : Pasteurella haemolytica (souches du biovar T), Pasteurella trehalosi.
Voir aussi le fichier : ¤ Pasteurellaceae, Pasteurellales
Systématique
En 1932, Newsom et Cross créent l'espèce Pasteurella haemolytica pour des souches de pasteurelles isolées des bovins et des ovins. Au sein de cette espèce, Smith propose de reconnaître deux biovars : le biovar A pour les souches fermentant l'arabinose mais pas le tréhalose et le biovar T pour les souches fermentant le tréhalose mais pas l'arabinose. Les souches des biovars A et T se différencient également par d'autres caractères (voir tableau I).
La fermentation de l'arabinose n'est pas un bon critère pour distinguer les souches des biovars A et T car certaines souches, phénotypiquement très semblables aux souches du biovar A, ne fermentent pas l'arabinose quelles que soient les techniques mises en œuvre. C'est le cas, en particulier, de la souche type (la souche NCTC 9380) de Pasteurella haemolytica.
Ultérieurement, Frederiksen propose un troisième biovar (connu sous le nom de 3ème taxon de Frederiksen) pour des souches qui n'appartiennent ni au biovar A ni au biovar T (voir tableau I).
En 1985, Sneath et Stevens procèdent à une étude de taxonomie numérique (155 caractères étudiés) concernant plus de 250 souches des genres Actinobacillus, Pasteurella et Yersinia. Ces auteurs montrent que les souches de Pasteurella haemolytica des biovars A et T sont distinctes (les souches du biovar A forment le phénon 7 et les souches du biovar T, le phénon 9) et ils suggèrent qu'elles puissent appartenir à deux espèces, voire à deux genres différents.
En 1986, Bisgaard et al. soumettent à une analyse phénotypique (environ 80 caractères étudiés) des souches d'origine ovine et bovine et décrivent 12 biogroupes. La distinction entre ces biogroupes repose principalement sur les tests ornithine décarboxylase, fermentation du tréhalose, du L-arabinose, du D-sorbitol, de l'esculine, de l'amygdaline, de l'arbutine, du cellobiose, du gentiobiose et de la salicine (voir tableau II).
Les souches du biovar A se répartissent entre les biogroupes 1, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12. Les souches du biovar T forment les biogroupes 2 et 4. Les souches des biogroupes 3 et 5 correspondent au 3ème taxon de Frederiksen.
L'utilisation d'un test d'hémagglutination passive, développé par Biberstein et al., permet de définir 17 sérovars au sein du complexe Pasteurella haemolytica. Il existe une corrélation entre les biovars et les sérovars : les sérovars 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 13, 14, 16 et 17 appartiennent au biovar A, les sérovars 3, 4, 10 et 15 appartiennent au biovar T et le sérovar 11 au 3ème taxon de Frederiksen.
Sur la base des résultats d'hybridation ADN-ADN, Mutters et al. (1985) excluent Pasteurella haemolytica du genre Pasteurella sensu stricto et rapprochent cette espèce des Actinobacillus spp.
Les souches du biovar A, les souches du 3ème taxon de Frederiksen ainsi que des souches apparentées au biovar A seront placées dans le genre ¤ Mannheimia par Angen et al. en 1999.
En 1990, les souches du biovar T ont été renommées Pasteurella trehalosi. Toutefois, les souches du biovar T présentent moins de 35 p. cent d'homologie ADN-ADN avec les espèces du genre Pasteurella sensu stricto. Des études d'hybridation ARNr-ADN ainsi que la détermination de la séquence des ARNr 16S confirment que le biovar T doit être exclu du genre Pasteurella sensu stricto. Aussi, en avril 2007, Blackall et al. transfèrent Pasteurella trehalosi dans le nouveau genre Bibersteinia sous la forme d'une nouvelle combinaison, Bibersteinia trehalosi.
Caractères bactériologiques
Le genre Bibersteinia présente les caractères de la famille des Pasteurellaceae telle qu'elle est définie par Olsen et al. 2005 (voir le fichier ¤ "Pasteurellaceae, Pasteurellales").
Le genre Bibersteinia et l'espèce Bibersteinia trehalosi regroupent des bacilles à Gram négatif, souvent polymorphes, se présentant de manière isolée ou groupés par deux ou groupés en courtes chaînes, immobiles (à 22 et à 37 °C), non sporulés, aéro-anaérobies ou micro-aérophiles, à métabolisme fermentatif, acidifiant les sucres sans production de gaz, nitrate réductase positive, donnant une réponse variable aux tests catalase et oxydase, n'exigeant ni le facteur V ni le facteur X (résultat positif au test à la porphyrine*).
Une réponse positive est notée pour les tests phosphatase, alanine aminopeptidase, acidification de la dextrine, du D-fructose, du D-glucose, du maltose, D-mannitol, du D-mannose, du D-ribose, du saccharose, du D-sorbitol et du D-tréhalose.
Une réponse négative est obtenue avec les tests ONPG, LDC, ODC, ADH, phénylalanine désaminase, indole, uréase, gélatinase, hydrolyse du Tween 20, hydrolyse du Tween 80, VP, rouge de méthyle, citrate de Simmons, croissance en présence de KCN, production d'hydrogène sulfuré, malonate, mucate, alpha-fucosidase, alpha-galactosidase, bêta-glucuronidase, alpha-mannosidase, bêta-xylosidase, acidification de l'adonitol, du D-arabinose, du L-arabinose, du D-arabitol, du dulcitol, du myo-érythritol, du D-fucose, du L-fucose, du D-galactose, du D-glycogène, de l'inuline, du lactose, du D-mélibiose, du D-mélézitose, du L-rhamnose, du L-sorbose, du D-turanose, du xylitol, du D-xylose et du L-xylose.
Une réponse variable est observée pour les tests alpha-glucosidase, bête-glucosidase, acidification de l'amygdaline, de l'arbutine, du cellobiose, de l'esculine, du gentiobiose, du glycérol, du myo-inositol, du raffinose et de la salicine.
Les principaux caractères permettant de différencier les genre Bibersteinia des autres genres de la famille des Pasteurellaceae sont donnés dans le tableau III.
Sur gélose au sang de bovin, incubée 24 heures à 37 °C et en aérobiose, les colonies sont circulaires, à contour régulier, grisâtres ou jaunâtres, légèrement transparentes en périphérie et leur diamètre est d'environ 2 mm. Environ 50 p. cent des souches sont bêta-hémolytiques et donnent une réponse positive au test de CAMP (utilisation d'une gélose au sang de bovins). Quelques souches donnent des colonies entourées d'une zone verdâtre.
La croissance sur une gélose de MacConkey est variable selon les souches.
Habitat, pouvoir pathogène et facteurs de pathogénicité
Les souches de Bibersteinia trehalosi sont isolées des ruminants, principalement des ovins, mais aussi des bovidés, des caprins et des cervidés sauvages (chevreuils).
Chez les moutons sains, Bibersteinia trehalosi colonise les amygdales, mais cette espèce est aussi responsable d'infections systémiques graves chez les jeunes ovins adultes (âgés de 5 à 12 mois) et, parfois, de pneumonies.
Sous l’influence un stress tel qu'un transport, un changement de régime alimentaire (passage d'une alimentation pauvre à une alimentation plus riche), le froid ou l'humidité, le germe se multiplie et envahit les tissus adjacents des voies digestives (pharynx, œsophage, abomasum). Quelques bactéries pénètrent dans le sang et se localisent dans les poumons, le foie et la rate. Dans ces localisations secondaires, Bibersteinia trehalosi se multiplie rapidement et provoque la mort par choc endotoxinique en 6 à 8 heures.
Les infections à Bibersteinia trehalosi sont plus rares que les mannheimioses à ¤ Mannheimia haemolytica. Au Royaume Uni, les infections sont plus fréquentes en automne et le sérovar le plus souvent en cause est le sérovar 10 suivi des sérovars 15, 4 et 3.
Compte tenu de l'évolution très rapide, les signes cliniques sont rarement observés. Ils débutent par un abattement, une anorexie, une répugnance au déplacement et de la fièvre. Ultérieurement, les animaux se couchent, ils présentent une prostration intense, une dyspnée et un liquide mousseux s'écoule de la bouche.
La maladie est parfois appelée la "pasteurellose"septicémique (septicaemic "pasteurellosis") mais il s'agit plus d'une maladie systémique que d'une véritable septicémie. En effet, les bactéries sont isolées en grand nombre des poumons, des amygdales, de la rate, des lésions œsophagiennes et hépatiques alors qu'elles sont présentes en nombre plus faible dans le sang.
À l'autopsie, on note un écoulement nasal mousseux et teinté de sang, de petites hémorragies sous-cutanées ou musculaires, des hémorragies importantes de la plèvre, du péricarde, de l’endocarde et du péritoine, une congestion de la trachée et des bronches qui contiennent un liquide mousseux et hémorragique, une congestion pulmonaire, la présence de suffusions de 0,5 à 1 cm de diamètre sur le foie et les poumons, un exsudat sanguinolent dans la plèvre et le péritoine, la présence de taches hépatiques grisâtres évoquant une nécrose et une hypertrophie et un œdème des nœuds lymphatiques. Si l'évolution de la maladie est plus longue, il est possible d'observer des ulcères buccaux ainsi que des hémorragies et des ulcérations superficielles de la muqueuse pharyngée, de l'œsophage et de l’abomasum.
Le pouvoir pathogène pour les autres ruminants est moins bien connu.
Chez les bovins, Bibersteinia trehalosi est principalement isolée de l'appareil respiratoire et cette espèce semble se comporter comme une bactérie pathogène opportuniste. Cette espèce peut également être isolée de l'intestin, une souche bovine a pour origine un granulome et une souche a été isolée d'une articulation.
Chez les bisons, Bibersteinia trehalosi est l'espèce de la famille des Pasteurellaceae la plus fréquemment isolée.
Les trois souches isolées de chevreuils et incluses dans l'étude de Blackall et al. proviennent du poumon, du cerveau et une souche a une origine inconnue. Il en va de même pour l'unique souche d'origine caprine étudiée par Blackall et al.
Les facteurs de pathogénicité sont mal connus et ils sont considérés comme identiques à ceux de ¤ Mannheimia haemolytica (rappelons que ¤ Mannheimia haemolytica et Bibersteinia trehalosi étaient considérées comme des biovars de Pasteurella haemolytica).
Toutefois, la présence d'un système de captation du fer, d'une O-sialoglycoprotéine endopeptidase et d'une neuraminidase n'a pas été mise en évidence chez Bibersteinia trehalosi.
Les souches de Bibersteinia trehalosi (notamment les souches donnant un test de CAMP positif) peuvent synthétiser une leucotoxine dont les activités biologiques sont comparables à celles de la leucotoxine de ¤ Mannheimia haemolytica. Sur le plan antigénique, ces 2 leucotoxines sont différentes car, un anticorps monoclonal dirigé contre la leucotoxine de Mannheimia haemolytica, ne neutralise pas celle de Bibersteinia trehalosi.
Diagnostic bactériologique
La culture est effectuée sur des milieux riches comme une gélose Columbia ou une gélose tryptose enrichies de 5 p. cent de sang de bovin ou de mouton ou de 10 p. cent de sérum de cheval. L'incubation est effectuée sous atmosphère normale. Après 48 heures d'incubation, les colonies sont grisâtres ou jaunâtres, légèrement transparentes, leur diamètre est d'environ 2,5 mm et elles sont souvent entourées d'une zone d'hémolyse bêta.
Le diagnostic sera orienté par l'origine des prélèvements, les caractères morphologiques, le type respiratoire, la réduction des nitrates et l'acidification du glucose. Le diagnostic sera ensuite assuré par la recherche des autres caractères biochimiques. Selon Blackall et al. les critères les plus importants du diagnostic sont une réponse positive au tests porphyrine, phosphatase, acidification du D-mannose et du D-tréhalose ainsi qu'une réponse négative aux tests uréase, indole et acidification du dulcitol et du D-galactose. L'absence de catalase (pour les souches catalase négative) est également un caractère importante du diagnostic.
L'utilisation de kits de diagnostic n'est pas bien adaptée au diagnostic de Bibersteinia trehalosi car cette espèce n'est pas toujours répertoriée dans les bases de données des fabricants et les milieux utilisés ne permettent pas toujours la croissance des bactéries. C'est notamment le cas du système API 20 NE dont le milieu utilisé pour les tests d'assimilation n'assure pas la croissance de la majorité des souches appartenant à la famille des Pasteurellaceae. Dans ces conditions, seuls quelques caractères peuvent être étudiés et l'identification peut être erronée.
La détermination du sérovar peut être utile notamment pour des études épidémiologiques. Le test d'hémagglutination passive est de réalisation lourde et Fodor et al. (1994) ont mis au point un test de co-agglutination** donnant des résultats comparables au test de référence mais beaucoup plus rapide à réaliser. Cette technique de co-agglutination permettrait même la mise en évidence de l'antigène directement au niveau d'un prélèvement et pourrait servir de test rapide d'orientation pour le diagnostic.
Sensibilité aux antibiotiques et prophylaxie
La très grande majorité des souches est sensible à l'oxytétracycline, environ 50 p. cent d'entre elles résistent à l'ampicilline et à l'association sulfamide-triméthoprime et quelques-unes unes résistent à la streptomycine. Dans la pratique, l'utilisation d'antibiotiques a peu d'intérêt, du moins chez les ovins, compte tenu de la rapidité d'évolution de l'infection.
Les vaccins tués sont dénués d'efficacité mais les vaccins sous-unités seraient prometteurs.
Orientation bibliographique
Voir aussi le fichier ¤ Mannheimia.
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SNEATH (P.H.A.) et STEVENS (M.) : Actinobacillus rossii sp. nov., Actinobacillus seminis sp. nov., nom. rev., Pasteurella bettii sp. nov., Pasteurella lymphangitidis sp. nov., Pasteurella mairi sp. nov., and Pasteurella trehalosi sp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1990, 40, 148-153.
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* : Besoins en facteurs X et V (d'après: RENAUD (J.) et FRENEY (J.) : Haemophilus. In: J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Manuel de bactériologie clinique, 2ème édition, volume 3, Elsevier, collection Option Bio, Paris, 1994, pp. 1397-1419.) :
La technique la plus simple consiste à ensemencer, par inondation, une gélose dépourvue de facteur X et V comme une gélose trypticase soja puis à placer (après séchage) des disques du commerce imprégnés des facteurs X ou V ou X+V. Les disques doivent être conservés dans des conditions rigoureuses car les facteurs de croissance sont instables.
Le besoin en facteur V peut également s'étudier en utilisant une gélose dans laquelle on introduit, avant autoclavage, 5 à 10 p. cent de sang. Après autoclavage, le facteur X (thermostable) reste présent alors que le facteur V est détruit. Le facteur V sera alors apporté par une strie de staphylocoque (la croissance des staphylocoques apporte les facteurs X et V) ou d'entérocoque (la croissance des entérocoques apporte le facteur V mais pas le facteur X).
De nombreux milieux pouvant contenir de l'hémine (au moins à l'état de trace), le besoin en facteur X s'étudie de manière plus précise en ayant recours au test à la porphyrine.
Lorsqu'elles sont incubées en présence d'acide d -aminolévulinique, les souches X-indépendantes synthétisent du porphobilinogène ainsi que diverses porphyrines (uroporphyrinogène, coproporphyrinogène et protoporphyrine) qui sont des métabolites intermédiaires dans la synthèse de l'hémine. L'objet du test à la porphyrine est de caractériser soit le porphobilinogène soit la protoporphyrine.
Technique du test à la porphyrine :
. Préparer une solution d'acide d -aminolévulinique (Sigma) 2 mM avec MgSO4 0,8 mM dans du tampon phosphate 0,1 M pH 6,9.
. Répartir à raison de 0,5 mL dans des tubes en verre bouchés. La solution peut alors se conserver plusieurs mois à + 4 °C.
. Inoculer avec une anse pleine de culture, incuber 4 heures à 37 °C.
. Placer le tube sous une source UV à 360 nm. Une fluorescence rouge indique la présence de protoporphyrine et donc la possibilité de synthèse de l'hémine. La souche sera dite X-indépendante. En cas de réaction douteuse, la lecture peut être renouvelée après une incubation de 24 heures.
. Si le laboratoire ne dispose pas de la source UV, il est possible de rajouter dans le tube 0,5 mL de réactif de Kovacs puis de procéder à une agitation vigoureuse. Après séparation des phases, une coloration rouge dans la phase inférieure indique la présence de porphobilinogène et donc la possibilité de synthèse de l'hémine. Cette deuxième méthode nécessite de réaliser un témoin en incubant un tube sans acide d -aminolévulinique car la production éventuelle d'indole conduit à une coloration rouge dans la phase supérieure pouvant amener à une mauvaise interprétation.
** : Test de co-agglutination (d'après : FODOR (L.), PÉNZES (Z.) et VARGA (J.) : Coagglutination test for serotyping Pasteurella haemolytica. J. Clin. Microbiol., 1996, 34, 393-397.).
1) Sérotypage d'une souche
Mettre en suspension dans de l'eau physiologique des bactéries cultivées sur gélose au sang. L'opacité doit être de 4 sur une échelle de MacFarland.
Incuber 5 minutes à température ambiante.
Centrifuger 15 minutes à 8000 g.
Récupérer le surnageant et le porter à ébullition durant 10 minutes (l'utilisation d'un surnageant non chauffé donne de moins bons résultats).
Les anticorps spécifiques sont préparés sur des lapins immunisés avec les souches de référence des différents sérovars puis fixés sur une souche de Staphylococcus aureus subsp. aureus productrice de protéine A.
Placer sur une lame 50 µL de la solution antigénique et 50 µL d'une suspension de Staphylococcus aureus subsp. aureus revêtu d'anticorps.
Agiter 2 minutes et lire les résultats.
2) Mise en évidence d'antigène dans un prélèvement
Broyer au mortier environ 2 g de poumon dans 3 mL d'eau physiologique.
Porter à ébullition durant 10 minutes.
Centrifuger à 8000 g durant 15 minutes.
Utiliser le surnageant pour réaliser le test.