J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Dernière mise à jour le 03 mai 1999
COENONIA ANATINA
Autre dénomination : Riemerella anatipestifer-like taxon 1502.
Systématique
En 1998, Hinz et al. étudient les caractères phénotypiques de 200 souches de ¤ Riemerella anatipestifer et ces auteurs décrivent l'existence de variants phénotypiques. Parmi ces variants, 64 souches dénommées "Riemerella anatipestifer-like taxon 1502" semblaient constituer un nouveau genre proche du genre ¤ Capnocytophaga.
Douze souches de "Riemerella anatipestifer-like taxon 1502", choisies au hasard, ont fait l'objet d'une étude approfondie (Vandamme et al. 1999). L'analyse des protéines et des acides gras cellulaires, les hybridations ADN - ADN et les résultats des études biochimiques montrent que ces souches forment un taxon homogène. L'étude de la séquence de l'ARNr 16S, effectuée sur la souche 1502-91 = LMG 14382, révèle une parenté phylogénétique avec les espèces du phylum des "Cytophaga-Flexibacter-Bacteroides" (voir : ¤) et notamment avec les espèces du genre ¤ Capnocytophaga. Les auteurs de cette étude en concluent que les souches de "Riemerella anatipestifer-like taxon 1502" forment une unique espèce qui doit être placée dans un nouveau genre et ils proposent la création du genre Coenonia constitué d'une seule espèce, Coenonia anatina.
Le genre Coenonia est l'un des genres de la famille des ¤ Flavobacteriaceae.
Caractères bactériologiques
Coenonia anatina se présente sous la forme de bacilles à Gram négatif, non sporulés, immobiles et dépourvus de flagelle, de 0,2 à 0,4 mm de diamètre sur 1,25 à 2,5 mm de longueur. Certaines cellules se groupent en courtes chaînes et présentent un renflement sphérique ce qui leur confère un aspect en épingle ou en citron. Ce sont des bactéries micro-aérophiles, capnophiles, oxydase et catalase positives, nitrate réductase négative.
Une réponse positive est obtenue pour les tests hydrolyse de l'esculine (galerie API 20 NE), VP, acidification (milieu BSS*) de la N-acétylglucosamine, de la dextrine, du D-fructose, du D-galactose, du D-glucose, du lactose, du lactulose, du maltose et du D-mannose. En utilisant une galerie API ID 32E seule l'acidification du glucose est observée.
Un résultat négatif est noté pour les tests uréase, gélatinase (galerie API 20 NE), ADH (galerie API 20 NE), LDC, ODC, phénylalanine désaminase, indole (galerie API 20 NE), assimilation des substrats présents dans une galerie API 20 NE, acidification (milieu BSS*) de l'adonitol, du L-arabinose, du dulcitol, du myo-inositol, du D-mannitol, du saccharose, de la salicine, du D-sorbitol, du sorbose, du tréhalose et du D-xylose.
Les résultats des activités enzymatiques varient selon les kits utilisés.
. En galerie API ZYM, une activité enzymatique est détectée pour la phosphatase alcaline, la phosphatase acide, l'estérase (C4), l'estérase lipase (C8), la leucine arylamidase, le naphtol-AS-BI-phosphohydrolase, la N-acétyl-bêta-glucosaminidase et la trypsine. Un résultat négatif est obtenu pour la lipase (C14), l'alpha-chymotrypsine, la bêta-glucuronidase, la bêta-glucosidase et l'alpha-mannosidase. La réponse est variable pour la valine arylamidase (10 souches positives sur 12 étudiées), la cystine arylamidase (6 souches positives sur 12 étudiées), l'alpha-galactosidase (1 souche positive sur 12 étudiées), la bêta-galactosidase (8 souches positives sur 12 étudiées), l'alpha-glucosidase (11 souches positives sur 12 étudiées) et l'alpha-fucosidase (11 souches positives sur 12 étudiées).
. En galerie API ID 32E, l'alpha-glucosidase, l'alpha-galactosidase, la bêta-galactosidase, l'alpha-maltosidase, la lipase et la L-acide aspartique arylamidase sont toujours positives. La N-acétyl-bêta-glucosaminidase et la bêta-glucosidase donnent une réponse variable selon les souches et la bêta-glucuronidase est négative.
La culture ne nécessite pas de facteurs de croissance particuliers et elle peut être obtenue sur une gélose trypticase soja. La croissance optimale est obtenue à 37 °C, dans une atmosphère micro-aérophile enrichie en CO2 (5 p. cent d'oxygène, 3,5 p. cent de dioxyde de carbone, 7,5 p. cent d'hydrogène et 84 p. cent d'azote). La croissance est faible en anaérobiose et nulle en aérobiose.
Sur gélose au sang de mouton, les colonies sont non hémolytiques, plates ou légèrement convexes, circulaires, non pigmentées, à contour régulier et d'aspect lisse.
Aucune culture n'est obtenue sur gélose de MacConkey, sur une gélose au citrate de Simmons ou sur gélose LLA**.
Habitat et pouvoir pathogène
Coenonia anatina a été isolée en culture pure de l'appareil respiratoire (poumons, sacs aériens), du péricarde et du cerveau de canards et d'oies malades. Son pouvoir pathogène est comparable à celui de ¤ Riemerella anatipestifer et cette bactérie provoque des sérosites infectieuses et des septicémies ("septicemia anserum exsudativa").
Durant les années 1994 et 1995, Coenonia anatina a été rendue responsable de 30 p. cent des cas de septicémie observés dans les élevages de canards du Nord de l'Allemagne.
Un vaccin inactivé semble apte à conférer une protection.
Diagnostic bactériologique
L'isolement doit être pratiqué sur une gélose, telle qu'une gélose au sang, incubée à 37 °C dans une atmosphère micro-aérophile enrichie en CO2.
L’identification est difficile et devra différencier Coenonia anatina, ¤ Riemerella anatipestifer et ¤ Ornithobacterium rhinotracheale (voir tableau I).
Pour Vandamme et al. 1999, les principaux caractères permettant de différencier Coenonia anatina et ¤ Riemerella anatipestifer sont l'ADH, l'hydrolyse de l'esculine (galerie API 20 NE) et la N-acétyl-bêta-glucosaminidase (galerie API ZYM). Les résultats de la recherche de la catalase, de l'uréase et de l'arginine dihydrolase permettent de distinguer Coenonia anatina et ¤ Ornithobacterium rhinotracheale.
¤ Riemerella columbina et ¤ Pelistega europaea, présentes uniquement chez le pigeon, ont un habitat qui diffère de celui de Coenonia anatina qui n'a été isolée que chez le canard et l'oie. Quelques caractères bactériologiques permettant le diagnostic différentiel de ces espèces figurent sur le tableau II.
Les représentants du genre ¤ Capnocytophaga, phylogénétiquement proches de Coenonia anatina, ne sont pas isolés chez les oiseaux et nous n'envisagerons pas les problèmes du diagnostic différentiel (ces données figurent dans l'article de Vandamme et al., 1999).
Orientation bibliographique
HINZ (K.H.), RYLL (M.), KÖHLER (B.) et GLÜNDER (G.) : Phenotypic characteristics of Riemerella anatipestifer and similar micro-organisms from various hosts. Avian Pathol., 1998, 27, 33-42.
VANDAMME (P.), VANCANNEYT (M.), SEGERS (P.), RYLL (M.), KÖHLER (B.), LUDWIG (W.) and HINZ (K.H.): Coenonia anatina gen. nov., sp. nov., a novel bacterium associated with respiratory disease in ducks and geese. Int. J. Syst. Bacteriol., 1999, 49, 867-874.
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* Recherche de l'acidification des sucres dans le milieu BSS (Buffered Single Substrate) :
La recherche de l'acidification des sucres nécessite l'utilisation de techniques particulières car l'acidification est souvent faible et, dans un milieu peptoné, elle est souvent masquée par l'alcalinisation résultant du métabolisme protéique.
La technique utilisée par Vancanneyt et al. (1999) est la suivante :
. Préparer une solution tampon (KH2PO4 : 0,1 p. cent ; K2HPO4 : 0,1 p. cent ; NaCl : 0,5 p. cent ; pH : 7,6).
. Ajouter le sucre à étudier à la concentration de 2 p. cent et du rouge de phénol à la concentration finale de 1/50 000.
. Placer 0,5 mL de la solution tampon contenant le sucre et l'indicateur de pH dans un tube de 7 mm de diamètre.
. Mettre en suspension 400 mg de culture bactérienne dans 2 ml d'une solution de NaCl 0,15 M ; utiliser 100 mL de cette suspension pour ensemencer les tubes.
. Réaliser en parallèle 2 tubes témoins, l'un sans inoculum bactérien, l'autre sans sucre.
. Placer les tubes dans un bain marie à 37 °C et rechercher une acidification après 6 heures et 24 heures d'incubation.
. La réaction est notée faiblement positive si l'indicateur de pH vire à l'orange (pH compris entre 6,9 et 7,1) et positive si le rouge de phénol vire au jaune (pH inférieur ou égal à 6,8).
** LL Agar (Litmus Lactose Agar) :
Agar : 10,0 g
Lactose : 10,0 g
Peptone de viande : 5,0 g
Extraits de viande de bœuf : 3,0 g
Teinture de tournesol : 1,0 g