J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 15 janvier 2001
COXIELLA BURNETII
Autres dénominations :
. Coxiella : Rickettsia (subgen. Coxiella), Burnetia, Burnetia (subgen. Coxiella), Burnetia (subgen. Dyera), Cexiella (sic).
. Coxiella burnetii : "Rickettsia burneti" (sic), "Rickettsia (subgen Coxiella) burneti" (sic), "Rickettsia diaporica", "Burnetia (Dyera) burneti" (sic), "Cexiella (sic) diaporica"...
Voir aussi le fichier : ¤ "Legionellales, Legionellaceae, Coxiellaceae".
Introduction
Coxiella burnetii est l'agent d'une zoonose, la fièvre Q, décrite en 1935 chez des employés d'un abattoir de Brisbane (Queensland, Australie). L'infection, d'abord baptisée fièvre des abattoirs (abattoir fever), a été renommée fièvre Q pour souligner les incertitudes concernant son étiologie et son épidémiologie (Q pour "query" et non pour Queensland).
De multiples synthèses concernant Coxiella burnetii et la fièvre Q ont été publiées (pour une excellente synthèse ancienne voir Babudieri 1959 et pour une excellente synthèse récente voir Maurin et Raoult 1999) et ce fichier peut sembler inutile ou redondant. Toutefois, l'auteur est fréquemment sollicité pour répondre à des questions concernant la fièvre Q et il lui a semblé souhaitable de mettre à la disposition des francophones un fichier Internet rappelant les données essentielles.
Systématique
Dans la 7ème et la 8ème édition du "Bergey's Manual of Determinative Bacteriology" et dans la première édition du "Bergey's Manual of Systematic Bacteriology", le genre Coxiella est placé dans l'ordre des ¤ Rickettsiales, dans la famille des ¤ Rickettsiaceae et dans la tribu des Rickettsieae. Il est intéressant de remarquer que la 9ème édition du "Bergey's Manual of Determinative Bacteriology" n'étudie pas le genre Coxiella qui n'est cité qu'une fois dans une note infrapaginale annexée à un tableau !
Les études phylogénétiques, basées sur l'analyse de l'ARNr 16S, ont montré que le genre Coxiella devait être exclu de l'ordre des ¤ Rickettsiales (voir l'annexe I) car il appartient à la classe des ¤ Gammaproteobacteria et il est proche des genres ¤ Legionella et ¤ Rickettsiella.
Dans la deuxième édition du "Bergey's Manual of Systematic Bacteriology" le genre Coxiella est placé dans la famille des ¤ Coxiellaceae (ordre des ¤ Legionellales, classe des ¤ Gammaproteobacteria, phylum ou division des ¤ "Proteobacteria", domaine ou empire des "Bacteria" ou des "Eubacteria").
Officiellement, le genre Coxiella ne renferme qu'une seule espèce, Coxiella burnetii. Toutefois, en juin 2000, Tan et Owens ont décrit une bactérie, isolée d'écrevisses australiennes ou redclaws (Cherax quadricarinatus), dont la séquence de l'ARNr 16S est proche de celle de Coxiella burnetii et, dans une moindre mesure, de ¤ Legionella pneumophila. Ces auteurs proposent de placer cette bactérie dans une nouvelle espèce du genre Coxiella, ¤ "Coxiella cheraxi".
Caractères bactériologiques
Coxiella burnetii est une bactérie intracellulaire obligatoire, possédant une paroi similaire à celle des bactéries à Gram négatif mais difficile à colorer par la technique de Gram si bien que la coloration la plus utilisée est celle de Gimenez*.
Les souches de Coxiella burnetii présentent des variations génétiques portant à la fois sur l'ADN chromosomique et sur l'ADN plasmidique (de nombreuses souches renferment des plasmides présents en 1 à 4 exemplaires).
Le chromosome est certainement linéaire et, selon les souches, sa taille est comprise entre 1,5 et 2,4 X 106 paires de bases. L'analyse des profils de restriction de l'ADN obtenus en utilisant des enzymes de restriction engendrant de nombreux fragments d'ADN séparés par électrophorèse classique (microrestriction) et des enzymes de restriction engendrant un faible nombre de fragments d'ADN séparés par électrophorèse en champ pulsé (macrorestriction), permet de reconnaître 6 groupes génomiques (groupes I à VI).
Les souches des groupes génomiques I, II et III renferment un plasmide de 36 kb (plasmide QpH1), les souches du groupe génomique IV possèdent un plasmide de 39 kb (plasmide QpRS) et les souches du groupe génomique VI un plasmide de 42 kb (plasmide QpDG). Un plasmide de 33 kb, baptisé QpDV, a également été identifié dans une souche d'origine française. Les souches du groupe génomique V sont dépourvues de plasmides libres mais leur chromosome intègre des séquences analogues au plasmide QpRS.
Certaines études avaient établis une corrélation entre la diversité génétique des souches et leur pouvoir pathogène. Les souches des groupes I, II et III semblaient responsables d'infections aiguës chez l'homme, les groupes des groupes IV et V d'infections chroniques (endocardites) et les souches du groupe VI d'un pouvoir pathogène non documenté (ces souches ont été isolées uniquement de rongeurs dans l'Utah). Ultérieurement, des études portant sur un nombre de souches plus important n'ont pas permis de confirmer ces données et les variations génétiques semblent en rapport avec l'origine géographique des souches mais non avec leur pouvoir pathogène.
Coxiella burnetii n'est pas cultivable sur des milieux inertes mais sa culture est possible en ayant recours à des œufs embryonnés ou à diverses lignées cellulaires (lignées macrophagiques comme les cellules P388D1 et J774, lignées fibroblastiques comme les cellules L929 ou HEL, cellules Vero...).
Après des passages en série effectués sur cellules ou sur œufs embryonnés, les souches de Coxiella burnetii peuvent présenter une variation de phase antigénique comparable à la variation lisse-rugueuse (smooth-rough) observée chez les entérobactéries. Les bactéries en phase I (smooth) possèdent un LPS complet, elles sont isolées des arthropodes, des autres animaux et de l'homme et elles sont douées d'un pouvoir infectieux important. Les bactéries en phase II (rough), obtenues au laboratoire après plusieurs cultures successives, présentent un LPS incomplet, une perte de certaines protéines de la membrane externe, une importante délétion chromosomique et leur pouvoir infectieux est faible.
Chez l'homme ou l'animal infectés, cette variation de phase doit exister car la réponse en anticorps est généralement plus précoce et plus élevée vis-à-vis d'un antigène constitué par des bactéries en phase II. En revanche, le pouvoir protecteur des anticorps anti-phase I est nettement plus élevé que celui des anticorps anti-phase II
Les bactéries en phase I se fixent sur des récepteurs apparentés aux intégrines et elles pénètrent passivement dans les cellules par phagocytose. Après pénétration, les bactéries sont présentes dans les phagosomes qui fusionnent rapidement avec les lysosomes pour former des phagolysosomes. Secondairement, les phagolysosomes fusionnent entre eux pour former une vacuole unique dont le pH est compris entre 4,7 et 5,2. Loin d'être néfaste à la survie de la bactérie, cette acidité est nécessaire à son métabolisme et à sa multiplication. La nécessité d'un pH acide, également observée pour des formes amastigotes de Leishmania sp., n'a été décrite que chez deux espèces bactériennes, Coxiella burnetii et ¤ Francisella tularensis.
Les bactéries en phase II présentent un comportement très différent. Elles se fixent sur les récepteurs CR3 (récepteurs pour le fragment iC3b du système complémentaire), elles pénètrent facilement dans les cellules mais elles sont rapidement détruites dans les phagolysosomes.
Ces différences de comportement entre Coxiella burnetii en phase I et Coxiella burnetii en phase II permettent d'expliquer que seules les bactéries en phase I soient infectieuses.
Coxiella burnetii présente un cycle de multiplication complexe caractérisé par la présence de deux formes morphologiques : des variants de petite taille ou "small-cell variants" et des variants de grande taille ou "large-cell variants".
Les variants de petite taille sont des bacilles d'environ 0,2 µm de diamètre sur 0,5 µm de longueur, présentant un matériel nucléaire condensé et caractérisés par l'accumulation dans l'espace périplasmique de protéines et de fragments de peptidoglycane qui joueraient un rôle dans les capacités de résistance (Cf. infra).
Les variants de grande taille apparaissent plus polymorphes, leur longueur peut atteindre 2 µm, ils présentent un nucléoïde dispersé, un espace périplasmique bien individualisé et parfois des fibrilles cytoplasmiques.
Ces deux variants se différencient également par leurs protéines et notamment par des protéines de membrane externe. Par exemple, la protéine P1 de 29 kDa est abondante dans les variants de grande taille et pratiquement absente chez les variants de petite taille alors que l'inverse est observé avec la protéine OMP34 (Outer membrane Protein de 34 kD).
Les variants de petite taille sont métaboliquement peu actifs, ils correspondent aux bactéries extracellulaires, très résistantes dans le milieu extérieur et capables de se fixer sur les récepteurs des cellules eucaryotes. Après pénétration et formation des phagolysosomes, l'acidité active le métabolisme et les variants de petite taille donnent naissance aux variants de grande taille métaboliquement actifs et aptes à se diviser par fission binaire.
In vitro, les variants de grande taille sont infectieux mais, compte tenu de leur fragilité dans le milieu extérieur, ils ne jouent certainement aucun rôle dans la transmission entre individus infectés et individus sains. En revanche, ils semblent responsables de la dissémination au sein d'un organisme infecté.
Au cours de leur multiplication, les variants de grande taille semblent capables de présenter un phénomène proche de celui de la sporulation car il est parfois possible d'observer la présence d'un septum qui partage le cytoplasme de la cellule en deux compartiments de taille inégale dont chacun renferme un matériel nucléaire complet. Par la suite, le petit compartiment cellulaire donnerait naissance à l'équivalent d'une spore ou d'une pseudo-spore dont le développement ultérieur conduirait à un variant de petite taille libéré de la cellule soit par lyse cellulaire soit par exocytose. L'existence d'un cycle de sporulation est confortée par la présence sur le génome de la souche Nine Mile d'une séquence de 1741 paires base présentant de fortes homologies avec le gène spoIIIE impliqué dans la sporulation de Bacillus subtilis.
La sporulation n'est toutefois pas admise par tous les auteurs et il est possible que les variants de grande taille puissent donner des variants de petite taille par condensation sans passer par l'intermédiaire d'une pseudo-spore.
Les variants extracellulaires de Coxiella burnetii sont très résistants dans le milieu extérieur même si la résistance apparaît variable selon les conditions et selon les auteurs. La survie atteint plus de 40 mois dans du lait écrémé conservé à température ambiante, au moins deux ans à - 20 °C, au moins 586 jours dans des excréments de tiques, sept à neuf mois dans la laine maintenu à 20 °C, 182 jours dans du sang de cobaye desséché et conservé à température ambiante, 49 jours dans des urines, plus d'un mois dans de la viande conservée à + 4 °C, 30 jours dans des crachats et au moins 7 jours dans l'eau. Les souches de Coxiella burnetii supportent de grandes variations de pH et elles résistent aux rayonnements ultraviolets et aux ultrasons. Elles sont thermostables (une heure à 60 °C, 30 minutes à 63 °C), elles résistent à divers antiseptiques et désinfectants (formol à 5 p. cent, phénol à 1 p. cent, hypochlorite à 0,5 p. cent) mais elles sont détruites par l'éther, le chloroforme à 5 p. cent, l'éthanol à 70 p. cent et le formol à 10 p. cent.
Eléments d'épidémiologie
Répartition géographique et réservoirs
Coxiella burnetii a une répartition géographique mondiale à l'exception de la Nouvelle-Zélande. Le réservoir de germes est constitué par de nombreuses espèces animales domestiques et sauvages : bovins, ovins, caprins, cervidés, mouflons, chevaux, chameaux, buffles, ours, porcs, chiens, chats, renards, marsupiaux (comme Isoodon torosus), lapins, rongeurs sauvages (rats, souris, mulots, campagnols...), pigeons, poules, dindes, oies, canards, cailles, diverses espèces d'oiseaux sauvages, tiques (Amblyomma sp., Argas sp., Boophilus sp., Dermanyssus sp., Haemaphysalis sp., Hyalomma sp., Ixodes sp., Ornithodorus sp., Otobius sp., Rhipicephalus sp., ...)... Quelques auteurs évoquent également l'infection des poissons, des amphibiens et des reptiles mais sans donner beaucoup de précisions. Expérimentalement, il est possible d'infecter des amibes dans lesquelles les bactéries restent vivantes durant six semaines. De manière similaire à ce qui est décrit avec les ¤ Legionella sp. ou ¤ Francisella tularensis, il est possible que les amibes constituent un réservoir naturel de germes.
Prévalence
Chez l'homme, la prévalence de l'infection est mal connue car la maladie est souvent bénigne voire asymptomatique et ne peut être diagnostiquée que par des examens biologiques complémentaires. Les études de prévalence ne sont en fait réalisées que dans la mesure ou un clinicien ou un laboratoire se passionne pour la fièvre Q. Ainsi, en France, la majorité des données concerne le sud-est car le Centre National de Référence des Rickettsies (qui par tradition s'intéresse également à Coxiella burnetii) est situé à Marseille. Selon Maurin et Raoult (1999), l'incidence de la fièvre Q dans le sud de la France est estimée à 50 cas pour 100 000 habitants.
Chez les animaux, la fièvre Q n'est pas à l'origine de pertes économiques importantes ce qui n'incite pas à réaliser de vastes enquêtes épidémiologiques. En ce qui concerne la France, les seules données disponibles et souvent anciennes concernent les ruminants. L'infection semble sévir sur l'ensemble du territoire et, selon les régions, le pourcentage d'infection des ovins varie de 0,3 à 39, celui des caprins de 0 à plus de 5 et celui des bovins de 1,8 à 12,3.
Modes de contamination
L'épidémiologie de la fièvre Q se caractérise par deux cycles de transmission, l'un concernant les animaux sauvages et l'autre les animaux domestiques.
Cycle sauvage
Les tiques semblent jouer un rôle important dans la transmission entre les vertébrés sauvages tels que les rongeurs, les lagomorphes, les marsupiaux et les oiseaux. Dans les premiers stades de l'infection, les animaux présentent souvent une bactériémie transitoire permettant une contamination des tiques. Coxiella burnetii se multiplie dans l'estomac et l'intestin et elle est éliminée dans les déjections. Les tiques infectées contaminent les vertébrés soit par morsure soit par l'intermédiaire de leurs déjections qui contaminent la peau et le pelage des animaux. Chez les tiques, il existe une transmission transovarienne et transstadiale et, expérimentalement, des tiques infectées sont capables de transmettre l'infection à des animaux sains. Les tiques sont également capables de transmettre directement l'infection à des vertébrés domestiques, voire même à l'homme, mais ce mode de contamination ne semble pas majeur.
Les animaux infectés excrètent le germe dans le milieu extérieur dans lequel les bactéries peuvent survivre durant plusieurs semaines. L'environnement constitue une source de contamination aussi bien pour les animaux sauvages que pour les animaux domestiques.
Cycle domestique
Les animaux domestiques s'infectent éventuellement par des morsures de tiques mais, le plus souvent, par l'inhalation d'aérosols infectés. Les individus infectés sont généralement asymptomatiques mais ils excrètent la bactérie dans les selles, les urines et le lait. L'excrétion peut être intermittente et se prolonger durant huit mois. Chez les femelles en gestation, la contamination du placenta et des annexes fœtales est massive et ils peuvent contenir jusqu'à un milliard de germes par gramme. Il en résulte une contamination très importante du milieu extérieur dans lequel les bactéries survivent plusieurs semaines.
Contamination de l'homme
L'inhalation de poussières infectées constitue le principal mode de contamination de l'homme. La multiplicité des réservoirs, la contamination massive de l'environnement, la résistance du germe dans le milieu extérieur, la forte infectiosité du germe (une bactérie suffit à contaminer l'homme ou le cobaye) et la dissémination de poussières contaminées par le vent expliquent que les circonstances de la contamination humaine sont multiples.
Les ruminants domestiques (bovins, caprins, ovins) semblent constituer la principale source de contamination pour l'homme. Les individus les plus exposés sont ceux qui ont des contacts professionnels avec les animaux : éleveurs, vétérinaires, marchands de bestiaux, employés d'abattoir, employés de tannerie, scientifiques expérimentant sur les ruminants...
Un contact avec les animaux peut également résulter d'activités ludiques et des infections ont été décrits chez des élèves dont l'école élevait des poules et des chèvres, chez des citadins assistant à une parturition lors d'un séjour à la campagne...
Des cas d'infection humaine peuvent résulter d'une transmission par des carnivores domestiques (chiens et surtout chats) ou des lapins d'agrément qui contaminent l'homme et le milieu ambiant notamment lors de la mise bas. Maurin et Raoult rapportent également des cas d'infection familiale survenus en France et dont l'origine serait des pigeons.
Le rôle des carnivores a longtemps été sous-estimé pourtant 6 à 20 p. cent des chats peuvent être séropositifs et une enquête récente, effectuée sur des chiens militaires, montre un pourcentage de séropositivité de 9,8 p. cent pour les chiens des camps militaires du sud est de la France, de 11,6 p. cent pour les chiens militaires du Sénégal, de 8,3 p. cent pour les chiens militaires de Cote d'Ivoire et de 5,2 p. cent pour les chiens des camps militaires de Guyane française.
Les exemples d'infections humaines chez des individus sans contact direct avec les animaux sont très nombreux : personnel de laboratoires travaillant sur Coxiella burnetii ou recevant des prélèvements contaminés, militaires en manœuvre ou au combat, contamination de campeurs dormant sur de la paille, contaminations de citadins habitant à proximité des routes empruntées par les troupeaux en transhumance, citadins résidant à proximité d'un abattoir, individus jouant aux cartes dans une salle où une chatte mettait bas, employés d'un garage contaminés par un de leurs collègues possédant un chat et dont les vêtements étaient contaminés, employés du tri postal contractant la fièvre Q en manipulant des sacs transportés dans des wagons à bestiaux...
D'autres modes d'infection tels que la consommation d'eau, d'aliments contaminés et surtout de lait cru ou de produits laitiers au lait cru sont possibles même si leur importance, souvent qualifiée de faible, est en fait mal connue. Une contamination par voie transplacentaire ou par l'intermédiaire de transfusions sanguines semble rare. La contamination par voie cutanée est possible et elle a été décrite chez un patient ayant écrasé une tique infectée entre ses doigts. La transmission par voie sexuelle a été démontrée chez la souris et elle a été soupçonnée chez l'homme.
Pouvoir pathogène
Notions générales
Coxiella burnetii est une bactérie possédant un grand pouvoir infectieux et, chez des volontaires humains, l'inhalation d'une seule bactérie peut provoquer une infection.
Le mode de contamination a été évoqué pour expliquer les différentes formes cliniques de la fièvre Q : une contamination par voie respiratoire provoquerait préférentiellement une pneumonie et une contamination par voie digestive, résultant notamment de la consommation de lait cru, provoquerait plus volontiers des hépatites. Expérimentalement, chez la souris BALB/c et chez le cobaye, la voie de contamination joue effectivement un rôle dans l'expression clinique mais dans les conditions naturelles l'influence du mode de contamination est moins nette. De plus, il faut remarquer que de nombreux individus présentent, à la fin de la période d'incubation, une phase de bactériémie si bien que dans tous les cas une dissémination par voie hématogène est possible.
In vivo, les cellules cibles de Coxiella burnetii sont les monocytes et les macrophages. Lors de contamination par voie respiratoire, les macrophages broncho-alvéolaires sont les premières cellules infectées mais les cellules de Kupffer du foie peuvent également être infectées à la faveur d'une dissémination par voie hématogène. Lors de contamination par voie digestive, les cellules de Kupffer constitueraient les sites primaires de la multiplication bactérienne. Secondairement, d'autres organes peuvent être infectés, notamment la rate et, surtout, l'utérus et les glandes mammaires.
Aussi bien chez l'homme que chez les animaux, après une infection inapparente ou cliniquement exprimée, Coxiella burnetii peut induire des infections persistantes généralement asymptomatiques. Un phénomène analogue est observé in vitro et les cultures cellulaires peuvent rester infectées durant des mois ou des années à condition de renouveler régulièrement le milieu de culture.
Les organes et tissus hébergeant les bactéries persistantes (sous la forme de variants de petite taille ou de pseudo-spores ?) sont mal connus mais, après infections expérimentales ou naturelles, une persistance a été mise en évidence dans le foie, la rate, les reins, le cerveau, les testicules et les vésicules séminales chez le cobaye ; dans le foie, la rate, les reins, les nœuds lymphatiques, l'intestin et la moelle osseuse chez le mouton ; dans les cellules mononucléées du sang, le foie et la moelle osseuse chez l'homme.
La persistance pourrait s'expliquer par la structure du LPS des bactéries en phase I qui, par encombrement stérique, bloquerait l'accès des anticorps aux protéines de surface. Un autre mécanisme serait lié au fait que, lors de la division d'une cellule infectée, une des cellules filles reçoit la vacuole contenant les bactéries alors que l'autre est indemne d'infection. De ce point de vue, on peut remarquer que in vitro, même dans des cultures âgées de plusieurs mois, toutes les cellules ne sont pas infectées.
Chez les femelles en gestation et chez la femme enceinte, la multiplication de Coxiella burnetii est réactivée et de fortes concentrations de germes sont observées dans le placenta et dans les glandes mammaires. Les valvulopathies, le développement d'anévrisme vasculaire, la pose de prothèse vasculaire, les hémodialyses, les états d'immunodépression sont également des facteurs impliqués dans les mécanismes de réactivation.
Pouvoir pathogène pour les animaux
Chez les vertébrés domestiques, l'infection à Coxiella burnetii est souvent inapparente mais, au moins chez les ruminants, elle peut être associée à de l'infertilité, à une diminution du poids des nouveau-nés, à des avortements, à de la mortalité néonatale ou à des mises bas prématurés.
L'infertilité et la naissance de nouveau-nés chétifs (avortements en fin de gestation) sont principalement observées chez les bovins. D'autres formes ont été décrites : pneumonies, métrites, conjonctivites, arthrites.
Les avortements, décrits chez les petits ruminants, sont des avortements tardifs dont la fréquence est très variable au sein d'un troupeau. Le rôle étiologique de Coxiella burnetii n'est pas véritablement démontré car la bactérie est également présente dans les placentas et les fœtus lors de mises bas normales. Toutefois, il est généralement admis que les animaux nouvellement infectés présentent une tendance à l'avortement. Lors des gestations ultérieures, les animaux restent excréteurs mais n'avortent plus.
Chez le chien, la fièvre Q a été rendue responsable de cas de mortinatalité.
Expérimentalement, l'infection peut être transmise à des animaux de laboratoire : souris, cobayes, rats, hamsters, lapins, singes... Chez ces animaux, l'infection peut être asymptomatique ou se traduire par de la fièvre ou par la formation de granulomes voire même être mortelle lorsque l'inoculum est important.
Pouvoir pathogène pour l'homme
Dans la majorité des cas, l'infection par Coxiella burnetii demeure asymptomatique et sur 100 individus infectés seuls 40 présentent des signes cliniques. Même lorsqu'elle est cliniquement exprimée, la fièvre Q évolue le plus souvent sous une forme modérée si bien que l'hospitalisation ne concerne en moyenne que 2 à 4 p. cent des malades.
Après une incubation de une à trois semaines, la fièvre Q évolue sous une forme aiguë ou sous une forme chronique. Les formes chroniques sont les plus graves et elles sont plus fréquentes chez les patients immunodéprimés (infections par le virus HIV, cancers, traitements immunosuppresseurs) ou souffrant d'une valvulopathie ainsi que chez les femmes enceintes.
La fièvre Q aiguë se traduit soit par des signes cliniques non spécifiques évoquant une grippe (fatigue, fièvre, frissons, céphalées, arthralgies) soit par des pneumonies atypiques accompagnées parfois de détresse respiratoire soit par des signes d'atteinte hépatique (augmentation des enzymes hépatiques, parfois hépatomégalie, rarement jaunisse). Des myocardites, des péricardites, des méningo-encéphalites ou des éruptions cutanées sont parfois observées. Certains malades présentent à la fois de la fièvre, des signes hépatiques et des signes pulmonaires. Dans tous les cas, le pronostic des infections aiguës est bon, les symptômes régressent en deux à trois semaines et la mortalité est inférieure à 1 p. cent.
La fièvre Q chronique qui peut se produire plusieurs mois ou années après une infection aiguë, se définit par une évolution clinique d'une durée supérieure à six mois et par la présence d'IgG ou d'IgA dirigées contre les antigènes des bactéries en phase I. Elle se traduit principalement par des endocardites (généralement fatale en l'absence de traitement) chez des sujets souffrant de lésions valvulaires auxquelles peuvent être associées des hépatites chroniques. Plus rarement, on note des infections sur anévrisme vasculaire ou sur prothèse vasculaire, des ostéomyélites chroniques, des ostéo-arthrites chroniques, des infections pulmonaires chroniques, des hépatites sans endocardite ou un syndrome de fatigue chronique. Le pronostic des formes chroniques est grave et le taux de mortalité peut atteindre 15 p. cent.
Chez les femmes enceintes, la fièvre Q peut provoquer une placentite et conduire à des naissances prématurées, à des avortements ou à des morts in utero. En France, la fièvre Q de la femme enceinte semble être un véritable problème de santé publique. Ainsi, dans la région de Martigues, l'incidence de l'infection a été estimée à 1 cas pour 540 grossesses soit une incidence nettement supérieure à celle de la toxoplasmose, de la listériose ou de la rubéole.
Diagnostic bactériologique et sérologique
La manipulation de prélèvements renfermant des souches de Coxiella burnetii fait courir un risque au manipulateur et plusieurs cas de fièvre Q ont été observés chez des techniciens de laboratoire. Coxiella burnetii est classée parmi les germes du groupe 3 (voir le fichier ¤ "Classification des bactéries en fonction du risque d'infection pour l'homme") et elle ne peut être manipulée que dans un laboratoire P3.
Mise en évidence dans les tissus
La bactérioscopie est utilisée en médecine vétérinaire. Des calques de cotylédons, d'organes de l'avorton ou des frottis de prélèvements vaginaux sont colorés par la méthode de Gimenez*, de Stamp** ou de Macchiavello***. Sa sensibilité est faible et sa spécificité est médiocre car Coxiella burnetii peut être confondue avec des brucelles ou avec des ¤ Chlamydophila sp. L'Office International des Epizooties (OIE) conseille de comparer les lames avec des lames positives pour Coxiella, Brucella ou ¤ Chlamydophila. En dépit de cette précaution, la bactérioscopie ne peut apporter aucune certitude et même un observateur entraîné peut faire des confusions.
L'utilisation de sondes radiomarquées, l'immunodétection par immunofluorescence ou par immunoperoxydase et les techniques PCR peuvent être mises en œuvre directement sur les prélèvements. La PCR peut être appliquée à une grande variété d'échantillons (valves cardiaques, biopsies pulmonaires, biopsies hépatiques, placentas, échantillons congelés ou inclus dans la paraffine, lait, voire même poussières) mais elle donne des résultats décevants lorsqu'elle est effectuée sur du sang (nombreux résultats faussement positifs). L'amplification concerne soit l'ADNr 16S soit le gène codant pour la superoxyde dismutase (sodB) soit le gène codant pour la citrate synthétase (gltA) soit une séquence d'ADN proche des gènes htpA et htpB (gènes codant pour les protéines du choc thermiques) et codant pour un polypeptide de 367 acides aminés. L'amplification de la séquence associée aux gènes htpAB augmente la sensibilité de la PCR car cette séquence est présente en plusieurs exemplaires sur le génome bactérien (jusqu'à 19 copies dans certaines souches de référence).
Isolement
La culture est une technique peu utilisée en raison des risques encourus par le personnel et de sa faible sensibilité. Sauf exceptions l'isolement sur animal de laboratoire et sur œufs embryonnés est abandonné au profit de l'isolement sur cultures cellulaires. Les cellules les plus utilisées sont des fibroblastes embryonnaires humains (cellules HEL) très sensibles à l'infection et faciles à cultiver. Le prélèvement (le plus souvent une biopsie ou la couche leucocytaire obtenue à partir du sang) est inoculé sur des cellules HEL placées dans un tube "bijou". Après centrifugation (700 X g, 1 heure, 20 °C) destinée à favoriser l'attachement et la pénétration des bactéries, les cellules sont incubées à 37 °C dans une atmosphère contenant 5 p. cent de dioxyde de carbone. Après 5 à 7 jours de culture, la recherche de Coxiella burnetii est effectuée soit par coloration de Gimenez soit par une technique d'immunofluorescence faisant appel à des anticorps polyclonaux de lapin ou à des anticorps monoclonaux soit à l'aide d'une sonde radiomarquée soit par PCR.
La culture n'est pas utilisée en routine pour le diagnostic, surtout en médecine vétérinaire, mais elle est indispensable pour des études épidémiologiques poussées (comparaison des souches isolées chez l'homme, chez les vertébrés et chez les arthropodes dans une même région géographique) et pour obtenir des souches afin d'étudier leur virulence, leurs caractères génétiques, leurs caractères antigéniques ou leurs sensibilité aux antibiotiques.
Sérologie
Le diagnostic sérologique reste la clef de voûte du diagnostic biologique de la fièvre Q. De nombreuses techniques ont été proposées (micro-agglutination, agglutination passive, fixation du complément, hémolyse indirecte, techniques radio-immunologiques, techniques immuno-enzymatiques, immunofluorescence indirecte, dot blot, western blot...) mais seules les techniques de fixation du complément et d'immunofluorescence indirecte sont commercialisées en France. La réaction de fixation du complément est moins sensible que l'immunofluorescence indirecte, elles est plus longue et plus difficile à réaliser, elle se positive tardivement et elle peut conduire à des résultats faussement négatifs et à des résultats faussement positifs. Pour toutes ces raisons, la réaction de fixation du complément n'est plus guère utilisée chez l'homme et la réaction d'immunofluorescence indirecte est considérée comme la technique de référence.
Fixation du complément
En dépit de ses imperfections, la technique de fixation du complément reste la plus utilisée en médecine vétérinaire notamment pour le diagnostic de la fièvre Q chez les petits ruminants. Selon l'Office International des Epizooties (OIE), l'antigène doit être fabriqué à partir de deux souches (la souche Nine Mile et la souche Henzerling) et la technique la plus utilisée est celle de Kolmer à froid. Le diagnostic est généralement un diagnostic de groupe portant sur 5 à 10 sérums d'animaux ayant récemment avortés et d'animaux ayant mis bas normalement. Des titres supérieurs à 40, trouvés chez plusieurs animaux, permettraient d'établir un diagnostic d'avortement dû à la fièvre Q. Cette technique ne détecte que les anticorps anti-phase I, elle est peu spécifique et elle peut donner des résultats négatifs même chez des animaux excrétant massivement Coxiella burnetii.
Immunofluorescence indirecte
L'immunofluorescence indirecte est pratiquée vis-à-vis des antigènes de la phase I et de la phase II. En effet, de manière paradoxale, dans les formes aiguës, la réponse humorale contre l'antigène de la phase I est faible ou nulle. L'antigène en phase I est obtenu à partir de rates de souris infectées et l'antigène en phase II est obtenu en cultivant la bactérie in vitro en cultures cellulaires. Les anticorps apparaissent en 10 à 15 jours et se maintiennent 3 à 6 mois pour les IgM et plusieurs années pour les IgG.
Le dépistage est réalisé en testant les sérums dilués au 1/50 et en détectant toutes les classes d'immunoglobulines dirigées contre un antigène en phase II.
Les sérums positifs sont testés en mesurant séparément les titres en IgG et en IgM vis-à-vis de l'antigène en phase II. Un titre en IgG supérieur ou égal à 200 et un titre en IgM supérieur ou égal à 50 sont considérés comme significatifs d'une infection récente. Toutefois de tels titres peuvent être obtenus tardivement et on estime que seuls 10 p. cent des malades ont des titres significatifs dans la deuxième semaine suivant l'apparition des symptômes alors que pour 50 p. cent des malades ces titres sont obtenus au cours de la troisième semaine et pour 70 p. cent des malades au cours de la quatrième semaine. Si le titre en IgG est inférieur à 100, une infection par Coxiella burnetii est considérée comme improbable et peut être totalement écartée si un deuxième sérum, prélevé 45 jours après l'apparition des symptômes est également négatif. Quand des titres intermédiaires sont obtenus, l'interprétation nécessite l'examen d'un deuxième sérum prélevé 15 jours après le premier.
Dans les formes aiguës classiques, des investigations sérologiques supplémentaires ne sont pas justifiées. En revanche dans les formes cliniques atypiques ou survenant chez des sujets prédisposés à développer des formes chroniques ou lors du suivi d'une forme chronique documentée, les examens sérologiques doivent être complétés par la mise en évidence des IgG, des IgM et des IgA dirigées contre l'antigène en phase I. La mise en évidence d'anticorps anti-phase I signe un passage à la chronicité et un titre en IgG anti-phase I supérieur ou égal à 800 est considéré comme très significatif (valeur prédictive positive de 98 p. cent) alors qu'un titre en IgG supérieur ou égal à 1 600 donne une certitude. Dans les formes chroniques, les titres en IgA anti-phase I sont généralement supérieurs ou égaux à 100. La détermination des titres en IgA est toutefois moins utilisée qu'auparavant pour le diagnostic des formes chroniques.
Il existe des réactions croisées avec les ¤ Bartonella sp. et les ¤ Legionella sp. aussi, lors d'endocardite, un sérum positif vis-à-vis des bartonelles devrait être testé vis-à-vis de Coxiella burnetii.
Sensibilité aux antibiotiques
Coxiella burnetii n'est pas cultivable sur milieux inertes si bien que l'antibiogramme ne peut être effectué selon les techniques classiques. Pour évaluer la sensibilité aux antibiotiques, des modèles expérimentaux recourant à des œufs embryonnés, à des animaux de laboratoire (cobaye) ou à des cultures cellulaires ont été développés.
. En utilisant des œufs embryonnés inoculés par voir intravitelline, les bêta-lactamines, le chloramphénicol, la clindamycine et l'érythromycine sont dépourvus d'efficacité alors que les tétracyclines, la rifampicine, la péfloxacine et l'ofloxacine ont une activité bactériostatique.
. Les études conduites chez le cobaye sont peu nombreuses et elles ont montré l'inefficacité de la streptomycine à moins d'utiliser des doses très importantes (40 à 50 mg/kg) et toxiques pour l'homme et les animaux.
. Plusieurs types de cellules ont été utilisées pour apprécier l'activité des antibiotiques. Les souches de Coxiella burnetii isolées d'infections chroniques semblent plus résistantes aux antibiotiques, notamment à la doxycycline, que les souches isolées d'infections aiguës ce qui a conduit à développer des modèles d'étude faisant appel à des cultures cellulaires infectées depuis moins de 30 jours et à des cultures cellulaires infectées depuis plus de 400 jours. Dans les modèles d'infections aiguës, utilisant des cellules L929 ou HEL, une activité bactériostatique a été mise en évidence avec la tétracycline, la doxycycline, la minocycline, la rifampicine, le cotrimoxazole, le chloramphénicol, l'ofloxacine, la péfloxacine, la ciprofloxacine, la lévofloxacine, la sparfloxacine, la ceftriaxone, la clarithromycine et dans une moindre mesure l'érythromycine alors que l'amoxicilline et l'amikacine sont sans action. Dans un modèle d'infection chronique (cellules P388D1) la doxycycline, la rifampicine, la clarithromycine et la péfloxacine sont bactériostatiques.
En fait, pour être actif vis-à-vis de Coxiella burnetii, un antibiotique doit pénétrer dans les cellules, se concentrer dans les phagolysosomes et rester actif à un pH inférieur à 5. L'ensemble de ces exigences explique l'inefficacité des bêta-lactamines qui ne se concentrent pas dans les cellules (à l'exception d'une certaine efficacité de la ceftriaxone), l'inefficacité des aminosides qui pénètrent dans les phagolysosomes mais qui sont inactivés à pH acide et le manque d'efficacité des macrolides qui sont plus actifs à pH basique. De plus, des phénomènes de résistance acquise ont été décrits vis-à-vis des tétracyclines ou des quinolones (mutation conduisant au remplacement d'un résidu glycine au lieu d'un résidu d'acide glutamique sur la sous-unité A de l'ADN gyrase) et des différences de sensibilité selon les souches ont été rapportés vis-à-vis de la doxycycline, de la ciprofloxacine et de la rifampicine. La fréquence des résistances acquises n'est pas vraiment connue mais elle pourrait être sous-estimée.
Parmi les antibiotiques généralement considérés comme actifs (rifampicine, cotrimoxazole, fluoroquinolones, tétracyclines et clarithromycine) aucun n'est doué de propriétés bactéricides vis-à-vis de Coxiella burnetii. Lors de fièvre Q aiguë, un simple traitement bactériostatique est suffisant mais lors de formes chroniques une antibiothérapie bactériostatique est insuffisante car elle contrôle l'infection sans entraîner une véritable guérison bactériologique. Il semble que l'absence d'activité bactéricide de certaines molécules soit liée à un manque d'efficacité à pH acide et que l'alcalinisation des phagolysosomes soient aptes à restaurer une activité optimale. Ainsi, l'adjonction d'hydroxychloroquine (molécule apte à alcaliniser les phagolysosomes) aux fluoroquinolones ou à la doxycycline restaure l'activité bactéricide de ces antibiotiques.
Chez les animaux, les tétracyclines sont les molécules les plus utilisées pour le traitement ou pour l'antibioprophylaxie (Cf. infra). Chez l'homme, le traitement des formes aiguës fait également appel aux tétracyclines notamment à la doxycycline ou, en cas de contre-indication, à la rifampicine ou au chloramphénicol ou au cotrimoxazole (notamment chez les femmes enceintes). Lors de formes chroniques, la doxycycline utilisée seule ou en association avec une fluoroquinolone ou avec la rifampicine doit être administrée durant au moins trois ans. En l'absence de contre-indication, l'utilisation conjointe d'hydroxychloroquine permet de réduire de moitié la durée du traitement. Dans tous les cas, le traitement ne doit être arrêté qu'après un contrôle sérologique (titre en IgG anti-phase I inférieur à 400 et absence d'IgA) et des contrôles sérologiques réguliers doivent être effectués afin de détecter d'éventuelles rechutes.
Prophylaxie
Les pertes économiques engendrées par la fièvre Q sont peu importantes ce qui n'encourage pas une lutte active pour supprimer ou pour réduire l'infection des animaux domestiques.
Prophylaxie sanitaire
. La prophylaxie sanitaire de la fièvre Q repose avant tout sur les mesures d'hygiène et les bonnes pratiques d'élevage (désinfection, mise bas en box isolés, destruction des placentas et des avortons, lutte contre les tiques, surveillance des chiens, contrôle des échanges d'animaux, hygiène du personnel...).
. Le port de masques et des conditions d'hygiène rigoureuses pourraient limiter la contamination du personnel des abattoirs ou des entreprises travaillant avec des produits d'origine animale (lait, viande, peau, laine...).
. La manipulation de souches de Coxiella burnetii ne peut se faire que dans un laboratoire de type P3 employant un personnel informé des risques ce qui limite les possibilités de contamination. Toutefois, les risques de contamination sont importants pour le personnel travaillant dans un laboratoire de diagnostic non spécialisé mais pouvant recevoir un prélèvement contaminé. Le respect des précautions élémentaires telles que le port de masques et de gants et l'utilisation de postes de sécurité microbiologique permettent de limiter les risques.
. Les femmes enceintes et les individus susceptibles de développer des formes chroniques ne devraient pas consommer de lait cru et de produits laitiers au lait cru et devraient éviter tout contact avec des animaux, même les animaux de compagnie tels que les chiens et les chats, notamment lors des mises bas.
En France, il est interdit de commercialiser du lait cru lorsque des signes cliniques de fièvre Q sont observés dans un troupeau.
. Certains auteurs préconisent même d'éviter la présence des troupeaux et des abattoirs à proximité des agglomérations pour éviter les épidémies en zone urbaine !
Prophylaxie médicale
Chez les ruminants, la prophylaxie médicale fait appel aux antibiotiques ou à la vaccination. Les antibiotiques, notamment les tétracyclines, sont utilisés pour limiter les avortements au sein d'un troupeau infecté mais il ne permettent pas de supprimer l'excrétion bactérienne. Les vaccins actuellement disponibles sont préparés à partir de souches en phase I ou de souches en phase II. Un vaccin inactivé, utilisant une souche en phase I, est disponible en Slovaquie et son utilisation s'est avérée efficace chez les bovins et les ovins. En France, le seul vaccin disponible est un vaccin inactivé, destiné aux ovins, associant ¤ Chlamydophila psittaci et Coxiella burnetii. En ce qui concerne Coxiella burnetii, la souche utilisée est en phase II ce qui peut expliquer que ce vaccin soit apte à réduire les avortements mais non l'excrétion des germes. Ainsi, un épisode de fièvre Q a été décrit en France chez des personnes en contact avec des chèvres vaccinées ou avec le lait non pasteurisé.
Chez l'homme, les vaccins sont préparés à partir de Coxiella burnetii en phase I qui donnent de bien meilleurs résultats que les vaccins utilisant des souches en phase II. Un vaccin atténué, préparé à partir de la souche M-44 a été utilisé dans l'ancienne URSS dès 1965 mais il a été abandonné en raison d'un manque d'innocuité. Un vaccin inactivé par le formol, préparé à partir de la souche Henzerling en phase I , est commercialisé en Australie. Des études réalisées chez des employés d'abattoir montrent une efficacité certaine durant au moins 5 ans. Un autre vaccin, constitué d'une fraction soluble obtenue par traitement à l'acide trichloracétique de la souche Nine Mile en phase I, a fait l'objet d'essais en Slovaquie et en Moravie. Le vaccin conduit à des séroconversions mais son efficacité n'a pas été évaluée.
Ces vaccins provoquent des réactions néfastes (érythème, œdème, granulome, induration, abcès, céphalée, syndromes généraux avec fièvre et frissons) notamment lorsqu'ils sont administrés à des individus déjà immunisés par une vaccination préalable ou par une infection naturelle. Aussi, les injections de rappel sont déconseillées et l'état immunitaire d'un sujet doit être établi avant une primovaccination.
Les candidats à la vaccination sont les personnels des laboratoires travaillant sur Coxiella burnetii ainsi que les éleveurs, les vétérinaires, les employés d'abattoir et d'une manière générale, toutes les personnes qui ont des contacts fréquents avec les animaux ou leurs produits. Pour certains auteurs, il conviendrait d'envisager l'opportunité d'une vaccination chez les personnes susceptibles d'être victimes des formes chroniques de fièvre Q (individus immunodéprimés, individus atteints de valvulopathie...).
Orientation bibliographique
La bibliographie concernant la fièvre Q et Coxiella burnetii est très abondante aussi, la majorité des références citées ci-dessous correspond à des publications de synthèse.
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Coloration de Gimenez :
(d'après : STEIN (A.) : Coxiella burnetii. In : J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Précis de bactériologie clinique, Editions ESKA, Paris, 2000, pp. 1625-1634.)
Fixer les frottis à la chaleur.
Recouvrir la lame durant deux minutes avec une solution de carbol fuchsine diluée et filtrée.
Rincer abondamment à l'eau.
Recouvrir la lame de vert malachite durant neuf secondes.
Rincer à l'eau, laisser sécher.
Coxiella burnetii apparaît en rouge sur un fond vert.
Carbol fuchsine : dissoudre 10 g de fuchsine dans 100 mL d'éthanol à 95 ; mettre 11,25 g de phénol dans 250 mL d'eau à 37 °C ; mélanger ces deux solutions dans 650 mL d'eau. Ce colorant se conserve un an à température ambiante.
Solution de carbol fuchsine diluée : mélanger 2 mL de carbol fuchsine et 5 mL de tampon [mélanger 3,5 mL de NaH2PO4 (0,2 M), 15,5 mL de Na2HPO4 (0,2 M) et 19 mL d'eau]. La solution diluée se conserve 48 heures.
Vert malachite : dissoudre 2 mg d'oxalate de malachite à 0,8 p. cent dans 250 mL d'eau. La solution se conserve à température ambiante durant 4 mois.
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Coloration de Stamp :
(d'après : OLIVIER (H.R.) : Traité de biologie appliquée. Tome II, Les diagnostics microbiologiques (1ère partie). Librairie Maloine, Paris, 1963, un volume, 753 pages.)
Fixer les frottis à la chaleur.
Recouvrir la lame de fuchsine phéniquée de Ziehl diluée au 1/5ème en eau distillée (préparation extemporanée). Laisser agir 10 minutes.
Laver à l'eau et différencier à l'acide acétique en solution aqueuse à 3 p. 1 000 durant environ deux secondes.
Rincer et recolorer au bleu de méthylène en solution aqueuse à 1 p. cent durant deux à trois secondes. Rincer.
Coxiella burnetii apparaît en rouge sur un fond bleu.
Coloration de Macchiavello :
(d'après : OLIVIER (H.R.) : Traité de biologie appliquée. Tome II, Les diagnostics microbiologiques (1ère partie). Librairie Maloine, Paris, 1963, un volume, 753 pages.)
Fixer rapidement à la chaleur (jamais à l'alcool) un frottis préparé depuis moins de 24 heures.
Recouvrir la lame d'une solution de fuchsine basique à 0,25 p. cent. Laisser agir 5 minutes.
Laver à l'eau distillée neutre.
Différencier à l'acide citrique à 0,50 p. cent de telle manière qu'il ne reste que quelques fragments rouges sur le frottis et que la teinte générale de la préparation soit rose.
Rincer à l'eau.
Recolorer rapidement au bleu de méthylène à 1 p. cent et rincer à l'eau. Le frottis doit avoir une teinte lilas.
Coxiella burnetii apparaît en rouge sur un fond bleu.