J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 12 décembre 2002
Dernière mise à jour le 03 juin 2005
HELICOBACTER FELIS
Voir aussi le fichier Helicobacter
Systématique
Des bactéries semblables à des hélicobactéries ont été mises en évidence dans l'estomac du chat et du chien depuis plus de 100 ans. En 1970, l’examen en microscopie électronique de coupes de muqueuses gastriques de chiens avait permis à Lockard et Boler de décrire trois types morphologiques de bactéries spiralées dont deux se caractérisaient par la présence de fibres périplasmiques.
Toutefois, il a fallu attendre 1988 pour que Lee et al. isolent la première souche de Helicobacter sp. (la souche CS1 = ATCC 49179 = CIP 104084 = CIP 104382 = NCTC 12436) à partir de la muqueuse gastrique d'un chat adulte.
Trois ans plus tard, Paster et al. publient les résultats d'une étude portant sur la souche CS1 et sur six souches similaires isolées de l'estomac de chats (trois souches) ou de chiens (trois souches).
La séquence des ARNr 16S de la souche CS1 et de la souche DS3 (isolée du chien) présentent 99,3 p. cent d'homologie. La séquence de l'ARNr 16S de la souche CS1 a été comparée avec les séquences des souches types de ¤ Helicobacter mustelae et de Helicobacter pylori, seules espèces du genre Helicobacter connues en 1991*. Les pourcentages d'homologie ne dépassent pas 94,5 p. cent ce qui permet à Paster et al. de proposer une nouvelle espèce pour la souche CS1 et les souches similaires isolées du chat et du chien. La souche CS1 ayant été isolée du chat, ces auteurs appellent cette nouvelle espèce Helicobacter felis.
L'analyse des séquences du gène codant pour l'uréase a permis de confirmer la validité de cette espèce.
L'ultrastructure de Helicobacter felis est comparable à celle du type morphologique 2 de Lockard et Boler.
Caractères bactériologiques
Helicobacter felis possède les caractères du genre Helicobacter (voir fichier ¤ Helicobacter).
Les souches de Helicobacter felis sont constituées de bacilles spiralés (5 à 7 spires), à Gram négatif, de 0,4 µm de diamètre sur 5 à 7,5 µm de longueur, donnant des formes coccoïdes dans les vieilles cultures, très mobiles grâce à la présence de 7 à 10 flagelles entourés d'une gaine protéique et présents à chacune des extrémités de la cellule et généralement entourés de fibres périplasmiques isolées ou groupées par deux ou par trois. Ces fibres peuvent disparaître lors des repiquages et certaines souches, qualifiées d'atypiques, en sont dépourvues. L'ultrastructure des souches atypiques est comparable à la structure des souches de ¤ Helicobacter bizzozeronii, mais l'analyse électrophorétique des protéines montre que les souches de Helicobacter felis, dépourvues de fibres périplasmique, sont d'authentiques représentant de cette espèce.
. Ce sont des bactéries micro-aérophiles (mais plus de 50 p. cent des souches sont capables de croître en anaérobiose), catalase positive, oxydase positive, nitrate réductase positive, uréase positive, n'acidifiant pas les sucres, cultivant à 37 °C, ne cultivant ni à 25 °C ni en présence de 1 p. cent de glycine (6 p. cent des souches donnent cependant une réponse positive) ni en présence de 1,5 p. cent de NaCl ni en présence de 1 p. cent de bile, sensibles à la céfalotine (30 µg par disque) et résistantes à l'acide nalidixique (30 µg par disque).
. Plus de 80 p. cent des souches donnent une réponse positive aux tests arginine aminopeptidase, leucine aminopeptidase et gamma-glutamyl transférase.
. Une réponse négative est notée pour les tests hydrolyse de l'hippurate, production d'indole, production d'hydrogène sulfuré, N-acétyl-glucosaminidase, alpha-arabinosidase, alpha-fucosidase, alpha-galactosidase, bêta-galactosidase, alpha-glucosidase, bêta-glucosidase, arginine di-hydrolase, alanine aminopeptidase, glycine aminopeptidase, phénylalanine aminopeptidase, proline aminopeptidase, tyrosine aminopeptidase, acide pyroglutamique arylamidase.
. Caractères variables : culture à 42 °C, culture en présence de 0,04 p. cent de chlorure de triphényltétrazolium, culture en présence de 0,05 p. cent de fluorure de sodium, culture en présence de 100 mg/L de 5-fluoro-uracile, culture en présence de 32 mg/L de carbénicilline, culture en présence de 4 mg/L de métronidazole, réduction du chlorure de triphényltétrazolium, indoxyl acétate estérase, phosphatase alcaline, histidine aminopeptidase.
. Quelques caractères permettant de différencier Helicobacter felis des autres espèces du genre Helicobacter sont donnés dans le tableau I et quelques caractères permettant de différencier Helicobacter felis de ¤ Helicobacter bizzozeronii et de ¤ Helicobacter salomonis figurent dans le tableau II.
Sur une gélose fraîchement préparée (une bonne croissance nécessite un taux d'humidité important), enrichie de 5 p. cent de sang cheval et incubée à 37 °C dans une atmosphère contenant environ 5 p. cent d'oxygène, la croissance se traduit par un film.
Des colonies peuvent être obtenues sur une gélose sèche mais la culture est très peu abondante.
Habitat et pouvoir pathogène
La muqueuse gastrique des carnivores domestiques (Canis familiaris, Felis catus) peut être colonisée par plusieurs espèces d'hélicobactéries : "Flexispira rappini"** (chien), ¤ Helicobacter bilis (chien), ¤ Helicobacter bizzozeronii (chien, chat), Helicobacter felis (chat, chien), ¤ Helicobacter pametensis*** (chat), Helicobacter pylori (contamination occasionnelle du chat par l'homme), ¤ Helicobacter salomonis (chien, rarement chat) et diverses espèces encore innomées.
Selon les enquêtes, la prévalence de l'infection gastrique des carnivores domestiques par une ou plusieurs des espèces citées ci-dessus varie de 41 à 100 p. cent. Toutefois, l'infection par Helicobacter felis semble peu fréquente. Ainsi, les résultats de huit études, portant sur 169 chats et 205 chiens, ont permis d'isoler 4 souches de Helicobacter felis à partir de biopsies gastriques de chats et 16 souches à partir de biopsies gastriques de chiens.
Oure les carnivores domestiques, Helicobacter felis a été mis en évidence chez le guépard (Acinonyx jubatus).
L'inoculation expérimentale de Helicobacter felis peut provoquer des lésions histologiques d'inflammation gastrique mais il n'existe pas de corrélation entre l'infection naturelle et la présence de signes cliniques. Il semble donc que l'infection des carnivores domestiques par Helicobacter felis n'ait pas l'importance attribuée à l'infection de l'homme par Helicobacter pylori.
Helicobacter felis n'est pas excrété dans les fèces et le germe se transmet sur un mode oral-oral.
Par des techniques immunologiques, Lee et al. (1988) montrent que le sérum de certains malades atteints de gastrite réagit plus fortement avec Helicobacter felis qu'avec Helicobacter pylori et, par coloration, ils mettent en évidence une bactérie morphologiquement proche de Helicobacter felis dans la muqueuse gastrique de deux patients. En 1991, Wegmann et al. montrent que l'ultrastructure d'une hélicobactérie, présente dans une biopsie d'estomac humain, est comparable à celle de Helicobacter felis. En 1994, Lavelle et al. mettent en évidence des hélicobactéries morphologiquement identiques d'une part dans l'estomac d'un chercheur et d'autre part dans l'estomac de ses chats d'expérience.
Des tests de PCR (ayant pour cible les gènes codant pour l'uréase ou les espaces intergeniques de l'ARNt) ont mis en évidence Helicobacter felis dans l'estomac de l'homme et ils probable que cette espèce soit l'agent d'une zoonose.
Expérimentalement, Helicobacter felis colonise l'estomac de la souris et du rat et l'infection de ces rongeurs constitue un modèle pour l'étude des infections humaines à Helicobacter pylori (étude de la pathogénie, essais de traitement, essais de vaccination...). Depuis 1995, un modèle d'infection expérimentale de la souris par Helicobacter pylori a été décrit et il est probable que le modèle Helicobacter pylori/souris sera plus utilisé que le modèle Helicobacter felis/rongeurs. De plus, l'infection expérimentale des rongeurs de laboratoire par Helicobacter felis dépasse le cadre de ce fichier et elle ne sera donc pas étudiée. Les lecteurs intéressés pourront se reporter aux références bibliographiques listées sous la rubrique "Orientation bibliographique".
Diagnostic bactériologique et sérologique
Les prélèvements sont constitués par des biopsies faites sous endoscopie (matériel à usage pédiatrique pour les animaux de petite taille) ou, chez les animaux autopsiés, par un raclage de muqueuse gastrique.
De manière idéale, trois biopsies devraient être réalisées : l'une pour la réalisation du test à l'urée, la deuxième pour un examen anatomopathologique et la troisième pour la réalisation d'une culture. Une quatrième biopsie peut éventuellement servir à la caractérisation de l'ultrastructure. Cependant, l'examen au microscope électronique est réservé aux laboratoires de recherche.
La réalisation d'un test rapide à l'urée exploite la propriété de Helicobacter felis à synthétiser une uréase. Ce test, qui peut être réalisé par le vétérinaire ayant effectué la biopsie, fait appel soit à des tests commercialisés soit à l'utilisation d'un milieu standard de détection d'uréase (par exemple, placer la biopsie dans 200 µL d'une solution composé de 0,33 M d'urée, 0,02 p. cent d'azide de sodium, 0,02 p. cent de rouge de phénol et 10 mM de tampon phosphate à pH 6,5). Une réponse positive est en faveur d'une infection par une ou plusieurs espèces du genre Helicobacter mais elle ne donne aucune indication sur l'espèce (ou les espèces) en cause. La rapidité d'obtention d'une réponse positive est corrélée au nombre de bactéries.
L'activité uréasique des hélicobactéries gastriques peut également être appréciée par un test respiratoire qui a l'avantage de ne pas être invasif. Il consiste à faire absorber à l'animal de l'urée enrichie en 13C qui sera hydrolysée par l'uréase des Helicobacter sp. en ammoniac et gaz carbonique marqué au 13C. Dans l'intestin, le gaz carbonique passe dans le sang puis est éliminé dans l'air expiré. L'air expiré est collecté avant absorption de l'urée et 30 minutes après. Le rapport 12CO2/13CO2 est ensuite déterminé à l'aide d'un spectromètre de masse. La colonisation de l'estomac par les hélicobactéries n'est pas uniforme si bien qu'une biopsie, même effectuée chez un animal infecté, peut ne pas renfermer de bactérie et donner un résultat négatif lors d'un test rapide à l'urée alors que le test respiratoire donnera un résultat positif. La sensibilité du test respiratoire est donc meilleure que celle du test rapide à l'urée effectué sur une biopsie. En revanche, le développement dans l'estomac de bactéries uréase positive (telles que des ¤ Proteus sp. qui peuvent se multiplier dans l'estomac après administration de médicaments antisécrétoires) peut conduire à un résultat faussement positif.
L'examen anatomopathologique des biopsies (coloration standard ou mieux coloration de Warthin Starry, coloration de Giemsa, coloration au crésyl violet...) est le moyen de diagnostic le plus utilisé en médecine vétérinaire. Elle nécessite un observateur entraîné et elle ne permet pas d'identifier l'espèce. Cet examen peut également se réaliser sur un prélèvement recueilli à l'aide d'une cytobrosse passée par le canal opérateur de l'endoscope.
L'examen de frottis colorés par la technique de Gram permet de mettre en évidence des bactéries spiralées ou incurvées à Gram négatif. Comme pour les examens précédents, une réponse positive ne permet pas de connaître l'espèce impliquée.
La culture est rarement effectuée en routine car sa sensibilité n'est pas bonne et elle n'est réalisée que si le test à l'urée donne un résultat positif en 60 minutes. Au moins trois raisons peuvent expliquer le manque de sensibilité de la culture : (i) Helicobacter felis est une bactérie dont la croissance est difficile à obtenir in vitro ; (ii) la colonisation de l'estomac par les hélicobactéries est hétérogène (la mise en culture de plusieurs biopsies pourrait augmenter la sensibilité mais elle est difficilement envisageable pour un simple diagnostic) et (iii) la présence de contaminants dont l'importance peut être limitée en effectuant les biopsies sur des animaux à jeun.
Les prélèvements utilisés pour la culture doivent être ensemencés immédiatement ou conservés durant un maximum de 12 heures dans un milieu de transport tel que le milieu Portagerm pylori (bioMérieux). La congélation à -70 °C ou en azote liquide, qui permet de conserver la viabilité de Helicobacter pylori, ne permet pas l'isolement des hélicobactéries de l'estomac du chat ou du chien.
La culture peut permettre d'isoler Helicobacter felis ainsi que d'autres espèces du genre Helicobacter infectant les carnivores ("Flexispira rappini", ¤ Helicobacter bizzozeronii, Helicobacter pylori, ¤ Helicobacter salmonis). En revanche, ¤ "Candidatus Helicobacter heilmannii", mis en évidence chez des carnivores sauvages (Felis rufus, Acinonyx jubatus, Panthera tigris) n'a pas encore été cultivé.
La culture nécessite le broyage préalable de la biopsie (à l'aide d'un broyeur mécanique) dans un bouillon cœur-cervelle contenant 7 p. cent de sérum de cheval. La suspension est ensuite isolée sur deux géloses fraîchement préparées (par exemple, géloses Brucella ou géloses cœur-cervelle ou géloses de Mueller-Hinton), enrichies en sang (5 p. cent de cheval lysé ou 10 p. cent de sang défibriné de mouton) et contenant 2,5 ou 5 mg/L de triméthoprime, 1250 ou 2500 UI/L de polymyxine B et 5 ou 10 mg/L de vancomycine. De l'amphotéricine B (2 à 5 mg/L) peut également être rajouté au milieu. Une boîte est incubée à 37 °C dans une atmosphère micro-aérophile et l'autre boîte est incubée en anaérobiose (lors de l'isolement, certaines souches de Helicobacter felis cultivent mieux en anaérobiose). Au cours de l'incubation, quelques gouttes de bouillon cœur-cervelle doivent être ajoutées à la surface des milieux de culture pour éviter une dessiccation de la gélose.
La culture est obtenue en 4 à 7 jours et elle se traduit par un film.
L'identification par l'étude des caractères biochimiques se heurte à la difficulté d'obtention de cultures abondantes. De plus, les caractères biochimiques ne permettent pas de différencier Helicobacter felis, ¤ Helicobacter bizzozeronii et ¤ Helicobacter salomonis (voir le tableau I et le tableau II).
L'amplification des gènes codant pour les ARNr 16S ne permet pas de différencier Helicobacter felis, ¤ Helicobacter bizzozeronii et ¤ Helicobacter salomonis (les homologies de séquence de ces trois espèces sont supérieures à 98, 2 p. cent) et il en va de même pour l'analyse du polymorphisme des fragments de restriction (technique RFLP) des amplicons des gènes codant pour les ARNr 23S.
En revanche un test de PCR, amplifiant les espaces intergéniques des ARNt (¤ Helicobacter bizzozeronii, Helicobacter felis, ¤ Helicobacter salomonis) et les gènes codant pour l'uréase (Helicobacter bizzozeronii, ¤ Helicobacter felis) permet de différencier ces espèces.
Les hybridations ADN - ADN et l'électrophorèse des protéines cellulaires (effectuée selon la technique standardisée de Jalava et al. 1998) permettent de différencier Helicobacter felis, ¤ Helicobacter bizzozeronii et ¤ Helicobacter salomonis mais ces techniques sont trop lourdes pour être mises en œuvre dans le cadre d'un simple diagnostic.
En conclusion, des tests réalisables en routine (recherche de l'uréase, examen anatomopathologique, PCR et voire même culture) permettent de mettre en évidence des Helicobacter sp. dans l'estomac des chiens et des chats mais aucun de ces test ne possède une spécificité suffisante pour permettre un diagnostic différentiel entre les diverses espèces.
Le diagnostic sérologique est considéré comme satisfaisant en terme de sensibilité et de spécificité pour le diagnostic des infections humaines à Helicobacter pylori. Des tests ELISA ou des tests ELISA couplés à une technique de Western-blot ont été utilisés chez le chien et chez le chat. La sensibilité et la spécificité du test ELISA utilisé par Strauss-Ayali et al. sont de 52,6 p. cent et de 95,6 p. cent alors que la sensibilité et la spécificité de l'utilisation conjointe d'un test ELISA et d'un Western-blot sont de 79,8 p. cent et de 95,6 p. cent. Ces techniques sérologiques se contentent de mettre en évidence des anticorps réagissant avec les Helicobacter sp. avec, pour une prévalence de l'ordre de 77 p. cent, une valeur prédictive positive qui est au mieux de 98,4 p. cent et une valeur prédictive négative de 58,2 p. cent.
Sensibilité aux antibiotiques et traitement
Les souches de Helicobacter felis, étudiées par Paster et al., étaient sensibles à la céfalotine, à l'ampicilline, à l'érythromycine, au métronidazole et aux sels de bismuth.
La plupart des traitements réalisés en médecine vétérinaire sont calqués sur les traitements utilisés chez l'homme lors d'infections à Helicobacter pylori : une association de deux antibiotiques (par exemple amoxicilline et clarithromycine ou métronidazole et clarithromycine), un inhibiteur de la pompe à protons (nécessaire pour obtenir une élévation du pH favorable à une meilleure activité des antibiotiques) et, éventuellement, bismuth.
Lecoindre et al. utilisent une association métronidazole, spiramycine et oméprazole. Selon ces auteurs, le traitement, au moins chez le chien, est efficace et dépourvu d'effets secondaires. D'autres traitements ont également été utilisés : amoxicilline, métronidazole, famotidine ou azithromycine, tinidazole, ranitidine, bismuth ou clarithromycine, métronidazole, ranitidine, bismuth.
Quelles que soient les modalités du traitement, les hélicobactéries ne sont plus détectées en quelques jours mais une recrudescence de l'infection ou des réinfections apparaissent rapidement.
Compte tenu de l'absence d'expression clinique clairement établie, de la difficulté à éradiquer les germes, de la possibilité de réinfection et de la rareté d'une transmission à l'homme, il ne semble pas toujours opportun de traiter les animaux infectés par Helicobacter felis.
Orientation bibliographique
Articles de synthèse
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Publications consacrées à l'utilisation du modèle d'étude Helicobacter felis/rongeurs
Pour une bibliographie concernant l'utilisation de Helicobacter felis en tant que modèle d'étude des infections de l'homme par Helicobacter pylori, voir la référence SOLNICK (J.V.) et SCHAUER (D.B.) : Emergence of diverse Helicobacter species in the pathogenesis of gastric and enterohepatic diseases. Clin. Microbiol. Rev., 2001, 14, 59-97.
Quelques références, non citées dans cet article sont données ci-dessous.
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* : Les espèces Helicobacter cinaedi, Helicobacter felis, Helicobacter fennelliae et Helicobacter nemestrinae (actuellement renommé Helicobacter pylori) ont toutes été proposées dans le numéro de Janvier 1991 de International Journal of Systematic Bacteriology. Il était donc impossible à Paster et al. de comparer Helicobacter felis à ces autres espèces. Des études phylogénétiques ultérieures ont cependant confirmé que Helicobacter felis constituait bien une espèce distincte.
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Pour des informations sur les "Flexispira" sp. voir le fichier Caractères généraux des genres Helicobacter et "Flexispira".
*** L'infection du chien par Helicobacter pametensis, mentionnée dans la publication Lecoindre et al. 2000, ne semble pas avoir été décrite. La source utilisée par Lecoindre et al. est l'article de Eaton et al. 1996 qui ne fait pas état d'une telle infection !