J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Dernière mise à jour le 03 avril 2007
MANNHEIMIA
Autres dénominations :
Mannheimia granulomatis : Pasteurella granulomatis.
Mannheimia haemolytica : Pasteurella haemolytica.
Voir aussi le fichier : ¤ Pasteurellaceae, Pasteurellales.
Systématique
Voir aussi le fichier ¤ "Présentation des douze biogroupes de Pasteurella haemolytica".
Le genre Mannheimia est l'un des neuf genres de la famille des Pasteurellaceae. Il a été proposé en 1999 pour accueillir les souches bactériennes tréhalose négative, préalablement placées au sein du complexe Pasteurella haemolytica. Compte tenu de la complexité de la systématique des Pasteurellaceae et des bouleversements prévisibles qui vont intervenir au sein de cette famille, ce chapitre sera réduit aux notions essentielles.
En 1932, Newsom et Cross créent l'espèce Pasteurella haemolytica pour des souches de pasteurelles isolées des bovins et des ovins. Au sein de cette espèce, Smith propose de reconnaître 2 biovars : le biovar A pour les souches fermentant l'arabinose mais pas le tréhalose et le biovar T pour les souches fermentant le tréhalose mais pas l'arabinose. Les souches des biovars A et T se différencient également par d'autres caractères (voir tableau I). Il convient de noter que la fermentation de l'arabinose n'est pas un bon critère pour distinguer les souches des biovars A et T car certaines souches, phénotypiquement très semblables aux souches du biovar A, ne fermentent pas l'arabinose quelles que soient les techniques mises en œuvre. C'est le cas, en particulier, de la souche type (la souche NCTC 9380) de Pasteurella haemolytica.
Ultérieurement, Frederiksen propose un troisième biovar (connu sous le nom de 3ème taxon de Frederiksen) pour des souches qui n'appartiennent ni au biovar A ni au biovar T (voir tableau I).
En 1985, Sneath et Stevens procèdent à une étude de taxonomie numérique (155 caractères étudiés) concernant plus de 250 souches des genres Actinobacillus, Pasteurella et Yersinia. Ces auteurs montrent que les souches de Pasteurella haemolytica des biovars A et T sont distinctes (les souches du biovar A forment le phénon 7 et les souches du biovar T, le phénon 9) et ils suggèrent qu'elles puissent appartenir à 2 espèces, voire à 2 genres différents.
En 1986, Bisgaard et al. soumettent à une analyse phénotypique (environ 80 caractères étudiés) des souches d'origine ovine et bovine et décrivent 12 biogroupes. La distinction entre ces biogroupes repose principalement sur les tests ornithine décarboxylase, fermentation du tréhalose, du L-arabinose, du D-sorbitol, de l'esculine, de l'amygdaline, de l'arbutine, du cellobiose, du gentiobiose et de la salicine (voir tableau II).
Les souches du biovar A se répartissent entre les biogroupes 1, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12. Les souches du biovar T forment les biogroupes 2 et 4. Les souches des biogroupes 3 et 5 correspondent au 3ème taxon de Frederiksen.
L'utilisation d'un test d'hémagglutination passive, développé par Biberstein et al., permet de définir 17 sérovars au sein du complexe Pasteurella haemolytica. Il existe une corrélation entre les biovars et les sérovars : les sérovars 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 12, 13, 14, 16 et 17 appartiennent au biovar A, les sérovars 3, 4, 10 et 15 appartiennent au biovar T et le sérovar 11 au 3ème taxon de Frederiksen.
De nombreuses souches sont non typables par hémagglutination passive. Parmi celles-ci, une technique d'immuno-électrodiffusion double en gel permet de reconnaître 9 sérogroupes supplémentaires.
Sur la base des résultats d'hybridation ADN - ADN, Mutters et al. (1985) excluent Pasteurella haemolytica du genre Pasteurella sensu stricto et rapprochent cette espèce des Actinobacillus sp.
Ultérieurement d'autres études ont été effectuées d'une part sur des souches du biovar T et d'autre part sur des souches du biovar A, sur des souches du 3ème taxon de Frederiksen et sur des souches apparentées au biovar A. Les principales conclusions de ces études sont les suivantes :
. Souches du biovar T :
Les souches du biovar T (biogroupes 2 et 4) se distinguent facilement des autres biogroupes (voir tableau II) notamment, par la fermentation du tréhalose. En 1990, ces souches ont été renommées ¤ Pasteurella trehalosi. Toutefois, des études d'hybridation ARNr - ADN ainsi que la détermination de la séquence des ARNr 16S confirment que le biovar T doit être exclu du genre Pasteurella sensu stricto. En 2007, les souches du biovar T ont été reclassées dans le genre ¤ Bibersteinia sous la forme d'une nouvelle combinaison : ¤ Bibersteinia trehalosi.
. Souches du biovar A, souches du 3ème taxon de Frederiksen et souches apparentées au biovar A :
En 1997 et en 1999, dans une série de quatre articles, Angen et al. procèdent à une étude détaillée des souches du biovar A (biogroupes 1, 6, 7, 8, 9, 10, 11 et 12), des souches du troisième taxon de Frederiksen (biogroupes 3 et 5) et des souches apparentées au biovar A (Pasteurella granulomatis, souches des taxons 15, 18, 20 ou 36 de Bisgaard).
Au cours de ces études, les souches du biogroupe 11 ont été perdues (elles ne figurent que dans une seule des 4 publications) et leur statut taxonomique n'a pu être déterminé.
Les études de taxonomie numérique, le ribotypage, l'analyse électrophorétique des iso-enzymes, la détermination des séquences des ADNr 16S et les hybridations ADN - ADN montrent que les souches du biovar A, les souches du 3ème taxon de Frederiksen et les souches apparentées au biovar A forment un nouveau genre comprenant plusieurs espèces.
En 1999, Angen et al. valident la création du genre Mannheimia, constitué de 5 espèces ayant un statut dans la nomenclature et de plusieurs espèces encore innomées.
La souche type de Pasteurella haemolytica appartient au biogroupe 1 et le nom de Mannheimia haemolytica a donc été attribué aux souches du biogroupe 1. Les quatre autres espèces sont appelées Mannheimia glucosida, Mannheimia granulomatis, Mannheimia ruminalis et Mannheimia varigena. Les taxons inclus dans ces 5 espèces sont listés dans le tableau III.
L'espèce Mannheimia glucosida est divisée en 9 biovars et les espèces Mannheimia ruminalis et Mannheimia varigena renferment, chacune, 2 biovars.
Il n'existe pas de corrélation absolue entre les sérovars définis par Biberstein et al. et les espèces du genre Mannheimia :
Les souches des sérovars 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 12, 13, 14 et 16 appartiennent généralement à l'espèce Mannheimia haemolytica mais, certaines souches des sérovars 6 et 14 sont des souches de Mannheimia varigena et certaines souches des sérovars 9 et 16 ne sont pas des souches Mannheimia haemolytica.
Les souches du sérovar 11 sont généralement des souches de Mannheimia glucosida mais une souche étudiée par Bisgaard et Mutters (1986) appartient à l'espèce Mannheimia varigena.
Des souches, isolées d'espèces animales autres que les ruminants et représentant des taxons différents de Mannheimia haemolytica, peuvent être des souches des sérovars 1, 2, 3, 5, 6, 9, 10, 13 ou 15.
Les antigènes spécifiques des sérovars 1, 2, 7 et 15 sont présents chez des bactéries autres que des Mannheimia sp. telles que diverses entérobactéries, Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae, Actinobacillus pleuropneumoniae.
Caractères bactériologiques
Le genre Mannheimia regroupe des bacilles ou des cocco-bacilles, immobiles, non sporulés, à Gram négatif, aéro-anaérobies ou micro-aérophiles, généralement oxydase positive, catalase positive, fermentant le glucose sans production de gaz, n'exigeant pas le facteur V pour leur croissance.
Un caractère positif est observé pour la nitrate réductase, la production d'une phosphatase alcaline, la fermentation du D-fructose, du D-mannitol et du saccharose.
Une réponse négative est notée pour les tests citrate de Simmons, utilisation du mucate, croissance dans un bouillon au KCN, MR, VP, H2S, uréase, ADH, LDC, phénylalanine désaminase, gélatinase, hydrolyse du Tween 20, hydrolyse du Tween 80, fermentation de l'adonitol, du D-arabitol, du dulcitol, du meso-érythritol, du D-fucose, de l'alpha-méthyl-D-glucopyranoside, du D-glycogène, de l'inuline, du D-mannose, du D-mélézitose, du L-sorbose, du tréhalose, du D-turanose, du xylitol et du L-xylose.
Les principaux caractères permettant de différencier le genre Mannheimia des autres genres de la famille des Pasteurellaceae figurent dans le tableau IV.
Les caractères bactériologiques permettant de différencier les taxons du genre Mannheimia sont donnés dans le tableau V.
Sur gélose au sang de bovins, après 24 heures d'incubation à 37 °C dans une atmosphère normale, les colonies sont lisses, grisâtres et leur diamètre est compris entre 1 et 2 mm.
Une hémolyse bêta est observée pour les souches de Mannheimia haemolytica, pour les souches de Mannheimia glucosida et pour la plupart des souches de Mannheimia varigena.
Les souches de Mannheimia ruminalis sont non hémolytiques et les souches de Mannheimia granulomatis, non hémolytiques sur gélose au sang de bovins, peuvent être hémolytiques sur gélose au sang de mouton.
Habitat et pouvoir pathogène
Les Mannheimia sp. sont des parasites ou des commensaux obligatoires des mammifères, non retrouvées dans le milieu extérieur sauf lorsque celui-ci est contaminé par un animal excréteur. Expérimentalement, la survie de Mannheimia haemolytica est de1 heure sur un plan de travail en bois et de 24 heures dans de la paille conservée à 20 °C. Toutefois, l'humidité et le froid augmentent la survie qui atteint 48 heures dans de la paille maintenue à 4 °C, 3 jours dans du lait ou dans de l'eau à 20 °C, 7 jours dans de l'eau à 4 °C et 8 jours dans du lait à 4 °C.
Mannheimia glucosida
Toutes les souches de cette espèce ont été isolées des voies respiratoires des ovins. Elles semblent faire partie de la flore normale et ne sont pas pathogènes.
Mannheimia granulomatis
L'espèce Mannheimia granulomatis regroupe les souches préalablement classées dans l'espèce Pasteurella granulomatis, dans le taxon 20 de Bisgaard et dans le biogroupe 3J de Pasteurella haemolytica :
. Les souches de l'ancienne espèce Pasteurella granulomatis ont été isolées dans le sud est du Brésil à partir de bovins présentant des granulomes sous-cutanés entourés de tissu fibreux. L’infection, connue sous le nom de "lechiguana", siège généralement dans la région scapulaire et, en l’absence de traitement, elle peut se révéler fatale.
En Australie, trois souches d'origine bovine (une souche isolée d'un abcès de la langue, une souche isolée d'un abcès de la mâchoire et une souche isolée d'un cas de bronchopneumonie) ont été identifiées comme appartenant à l'espèce Mannheimia granulomatis.
. Les souches du taxon 20 de Bisgaard (biovars 1 et 2) sont isolées de cas de broncho-pneumonies et de conjonctivites chez les lapins et les lièvres (Lepus capensis, Lepus europaeus). Chez le lièvre européen (Lepus capensis), des souches du taxon 20 sont également isolées de mammites purulentes et d'infections utérines. Une souche du taxon 20 a été isolée chez un cervidé.
. Les souches du biogroupe 3J sont isolées des cervidés et de la cavité orale des bovins.
Mannheimia haemolytica
Mannheimia haemolytica est l'espèce la plus importante en médecine vétérinaire. Toutes les souches sont isolées des bovins et des ovins et certains sérovars sont certainement des hôtes normaux des voies respiratoires. Chez les bovins, Mannheimia haemolytica est responsable de pneumonies et, chez les petits ruminants, elle est responsable de pneumonies, de mammites et de septicémies.
Infections des bovins
Chez les bovins, Mannheimia haemolytica (notamment les sérovars 1 et 2), est isolée du naso-pharynx d'animaux sains. Toutefois, cette espèce ne constitue qu'une très faible partie de la flore des voies respiratoires, elle n'est pas facile à mettre en évidence à partir des écouvillonnages nasaux et son isolement est sporadique.
Une infection cliniquement exprimée est consécutive à des stress comme les transports (d'où le nom de fièvre des transports ou "shipping fever" ou "shipping fever pneumonia" donné à la mannheimiose à Mannheimia haemolytica), les regroupements d'animaux, les mauvaises conditions climatiques ou les changements brutaux d'alimentation. Les infections respiratoires virales ou mycoplasmiques constituent aussi des facteurs prédisposant en favorisant la multiplication locale de Mannheimia haemolytica et en altérant les mécanismes de défense pulmonaire. À la faveur de l'inspiration, les bactéries sont entraînées dans les voies respiratoires profondes et colonisent les alvéoles où elles se multiplient abondamment. Le rôle des facteurs prédisposants est corroboré par les infections expérimentales qui sont plus faciles à obtenir chez des animaux soumis à un brusque changement climatique ou préalablement inoculés avec un virus respiratoire.
Tous les types d'élevage peuvent être concernés mais les mannheimioses sont plus fréquentes dans les élevages de veaux élevés en lots. Le sérovar le plus fréquemment en cause lors de pneumonies est le sérovar 1 suivi du sérovar 6. Cliniquement, on observe une atteinte de l'état général (fièvre, abattement), une dyspnée sévère et souvent, les animaux meurent en 24 à 48 heures. Les lésions consistent en une pleuropneumonie ou une pneumonie broncho-alvéolaire fibrineuse ou fibrino-hémorragique avec présence de foyers de nécrose. Aux U.S.A., les pneumonies à Mannheimia haemolytica sont la principale cause des pertes économiques dans les élevages de jeunes bovins et il semble en aller de même en Europe.
Infections des petits ruminants
Mannheimia haemolytica est hébergée dans le naso-pharynx, dans la bouche et dans les amygdales des animaux sains. La contamination des agneaux ou des chevreaux se produit dans les premières heures suivant la naissance au contact des mères. Le sérovar le plus fréquent est le sérovar 2 mais de nombreux autres sérovars sont également isolés : 1, 5, 6, 7, 8, 9, 12, 13, 14.
Les infections cliniques se traduisent soit par des troubles respiratoires et/ou des septicémies soit par des mammites.
. Troubles respiratoires et septicémies
Des facteurs associés sont nécessaires à une expression clinique : changements climatiques, absence d'hébergement en bergerie, concentration excessive d'animaux, transports, infections virales, mycoplasmoses (Mycoplasma ovipneumoniae), bordetelloses (Bordetella parapertussis), pasteurelloses (Pasteurella multocida), anaplasmoses (¤ Anaplasma phagocytophilum), trypanosomoses (en Afrique du Sud), carences alimentaires (notamment en cuivre). Les mannheimioses peuvent survenir tout au long de l'année et, le plus souvent, elles n'affectent qu'un nombre restreint d'animaux. Toutefois, à la fin du printemps et au début de l'été, la maladie peut concerner un nombre important d'animaux d'où la dénomination de "summer pneumonia" (pneumonies d'été). Selon les troupeaux, les animaux atteints sont principalement les agneaux ou principalement les brebis ou, de manière simultanée, les agneaux et les brebis.
Chez les adultes, un épisode typique de mannheimiose débute par quelques cas de mortalité. Un examen du troupeau révèle que quelques moutons présentent des signes respiratoires modérés (jetage séreux, toux). Ultérieurement, les signes cliniques s'aggravent et consistent en une pneumonie accompagnée de fièvre (40,6 °C à 42,6 °C). Certains individus meurent en quelques heures et les autres présentent des dyspnées prononcées. En l'absence de traitement, le taux de mortalité peut atteindre 10 p. cent.
Chez les agneaux et les chevreaux, les animaux âgés de moins de 3 semaines sont rarement atteints mais si l'infection se développe, elle provoque des septicémies rapidement mortelles. Chez les animaux plus âgés, l'infection se traduit par un affaiblissement de l'état général suivi de mortalité. Les animaux qui survivent guérissent ou deviennent des malades chroniques. Au-delà de 3 mois, la majorité des animaux présente des signes de pneumonie comparables à ceux observés chez les adultes.
. Mammites
Les mammites pourraient résulter d'une infection de la mamelle par voie ascendante. Les agneaux porteurs de souches de Mannheimia haemolytica au niveau de la bouche contaminent la peau de la mamelle. Mannheimia haemolytica n'est pas apte à coloniser la peau de la mamelle (les souches ne sont présentes que durant la période d'allaitement) mais les bactéries peuvent atteindre la glande mammaire par le canal du trayon et on sait qu'un nombre restreint de germes (moins de 10 UFC) suffit à déclencher une mammite. Cliniquement, il s'agit de mammites le plus souvent unilatérales, sévères, nécrotiques ou gangreneuse (d'où la dénomination de "blue bag"), accompagnées de signes généraux (fièvre, anorexie, inappétence, abattement) dus à la libération d'endotoxine et pouvant même provoquer la mort des animaux. Le lait est d'abord clair et aqueux puis il devient jaunâtre, visqueux et il contient des grumeaux. Les mammites à Mannheimia haemolytica sont la deuxième étiologie des mammites chez la brebis en Europe et une cause majeure de mammites aux U.S.A..
Mannheimia ruminalis
Les souches de Mannheimia ruminalis sont non pathogènes. Elles sont isolées du rumen des ovins et des bovins.
Mannheimia varigena
Mannheimia varigena est isolée du porc et des bovins.
. Chez le porc, Mannheimia varigena est associée à des septicémies, des entérites, des pneumonies et des abcès mais, elle peut également être isolée de la bouche et des voies respiratoires supérieures.
. Chez les bovins, Mannheimia varigena peut être à l'origine de septicémies, de mammites et de pneumonies mais elle est également isolée de la cavité orale, du rumen, de la rate et de l'intestin.
. Un cas d'infection de l'homme, consécutif à une morsure de porc, a été décrit. La souche isolée de la plaie a été identifiée comme une souche du taxon 15 de Bisgaard actuellement inclus dans l'espèce Mannheimia varigena.
Souches innomées
. Les souches des biogroupes 7 et 9 peuvent être isolées de divers prélèvements chez les ruminants (le biogroupe 7 est présent chez les ovins et les bovins alors que le biogroupe 9 n'est présent que chez les bovins) : rumen, utérus, bouche et nez des bovins, mammites et pneumonies chez les bovins, nez, rumen et bouche des ovins. Une souche du biogroupe 7 a été isolée d'un abcès de la langue chez un ovin.
. Les souches du sous-groupe 8A de Angen et al. (1997) sont isolées de la bouche et du rumen des ovins. Les souches des sous-groupes 8B et 8C sont isolées du rumen et de la bouche des bovins et de cas de pneumonies chez les veaux.
. Les souches du biogroupe 10 sont le plus souvent présentes dans la bouche et le rumen des bovins et des ovins.
. Le biogroupe 11 colonise le rumen, la bouche et le nez des bovins.
. Les souches du biogroupe 12 ont été isolées de la bouche et du placenta des bovins.
Facteurs de pathogénicité
Les facteurs de pathogénicité sont essentiellement connus pour Mannheimia haemolytica. Les travaux effectués révèlent une certaine analogie entre les facteurs de pathogénicité de Mannheimia haemolytica et les facteurs de pathogénicité de ¤ Actinobacillus pleuropneumoniae (capsule, lipopolysaccharide, système de captation du fer, toxine cytotoxique, fimbriae, protéases actives sur les immunoglobulines, superoxyde dismutase).
A - Pili
Les souches de Mannheimia haemolytica du sérovar 1, cultivées in vitro, élaborent deux types de fimbriae. Les unes de 12 nm de largeur sont rigides alors que les autres, de 5 nm de largeur, sont flexibles. In vivo, les souches isolées de liquide de lavage broncho-aléolaire ou adhérantes à l'épithélium trachéal, possèdent des structures ressemblant à des fimbriae. Le rôle de ces pili est mal connu, mais ils pourraient être responsables d'une adhésion au niveau des voies respiratoires supérieures.
B - Capsule
La capsule est constituée de polysaccharides dont la composition varie avec les sérovars. In vitro, elle est élaborée durant la phase exponentielle de croissance et, in vivo, les souches isolées de la trachée, des bronches ou des alvéoles présentent un matériel capsulaire important. La capsule permet un attachement aux cellules épithéliales, elle est chimiotactique pour les neutrophiles mais s'oppose à la phagocytose (diminution de l'ingestion, résistance aux mécanismes bactéricides) et elle confère une résistance à la lyse par le système complémentaire.
Expérimentalement, les anticorps dirigés contre la capsule sont aptes à protéger les animaux d'une épreuve virulente.
C - Lipopolysaccharide (LPS)
Le lipopolysaccharide est un constituant de la membrane externe. Les LPS des sérovars 2 et 8 sont dépourvus de chaînes latérales alors que les autres sérovars ont un LPS complet. L’activité endotoxinique du LPS de Mannheimia haemolytica est similaire à celle des autres bactéries à Gram négatif. Le LPS provoque une réaction de Schwartzman dans la peau de la souris, il est pyrogène pour le lapin, il est létal pour l’embryon de poulet et il active la voie alterne du complément.
L'injection intraveineuse de LPS à des veaux induit la libération de thromboxane A2, de prostaglandines, de sérotonine, d'AMPc et de GMPc. Ces médiateurs sont en partie responsables des signes cliniques du choc endotoxinique. Par le biais d’une activation de la voie alterne du complément, de la stimulation de la synthèse de cytokines (IL-1b , TNF a, IL-8) et de la stimulation de la synthèse des métabolites de l'acide arachidonique par les macrophages, le LPS provoque une inflammation avec infiltration cellulaire (notamment, de neutrophiles soumis à l'effet chimiotactique intense de l'IL-8). Après instillation dans les voies respiratoires, le LPS se fixe sur les membranes cellulaires, active le complément au niveau des alvéoles ce qui conduit à un afflux de neutrophiles, à la formation d'œdèmes, d'hémorragies et d'atélectasies. In vitro, le LPS est cytotoxique pour les cellules endothéliales ce qui pourrait expliquer les lésions hémorragiques, les lésions nécrotiques et l'exsudation de fibrine observées dans les poumons des animaux infectés.
Comme c'est souvent le cas avec les anticorps anti-endotoxine, les anticorps dirigés contre les LPS de Mannheimia haemolytica n'ont aucune efficacité pour protéger les animaux d'une infection expérimentale.
D - Protéines et lipoprotéines de membrane externe
. Plusieurs protéines de membrane externe d'un poids moléculaire compris entre 10 et 35 kDa, sont aptes à altérer le fonctionnement des granulocytes neutrophiles en inhibant la phagocytose et la lyse des bactéries ingérées.
. Au moins 3 lipoprotéines d'un poids moléculaire de 29 à 30 kDa participent à la protection des bactéries contre les effets d'une activation du complément par la voie classique.
. Deux protéines majeures de membrane externe, appelées PomA (Pasteurella outer membrane protein) et PomB, d'un poids moléculaire de 32 kDa et de 35 kDa ont été mises en évidence chez des souches du sérovar 1. La protéine PomA est une porine et elle présente des analogies structurales avec la protéine OmpA de Escherichia coli. La protéine OmpA participe à l'intégrité de la membrane externe de Escherichia coli et participe à la virulence car des mutants de la souche K-1 dépourvus de cette protéine ont une virulence moindre pour le souriceau. Par analogie avec Escherichia coli, on peut supposer que la protéine PomA joue également un rôle dans la virulence.
E - Systèmes de captation du fer
Certaines espèces de bactéries à Gram négatif (Actinobacillus sp., Haemophilus sp., Moraxella sp., Neisseria sp., Pasteurella sp.) sont aptes à acquérir le fer par un mécanisme ne faisant pas intervenir les sidérophores. Lorsqu’elles sont cultivées dans des milieux carencés en fer, ces bactéries expriment 2 protéines de membrane externe désignées par les sigles TbpA ou 1 et TbpB ou 2 (Tbp : transferrin-binding protein). De manière similaire, la culture de Mannheimia haemolytica dans des milieux carencés en fer, conduit à la synthèse de 2 protéines capables de fixer de manière spécifique la transférine des ruminants. Un gène tbpA code pour la protéine TbpA de 100 kDa et un gène tbpB code pour la protéine TbpB de 71 kDa.
In vivo, ces protéines sont immunogènes et, expérimentalement, elles confèrent une protection à des ovins SPF.
F - Synthèse de leucotoxine
La leucotoxine est une protéine de 104 kDa qui appartient à la famille des toxines RTX* (repeats in the structural toxin). Les toxines RTX présentent des séquences répétées (au nombre de 6 pour la leucotoxine de Mannheimia haemolytica), riches en glycine et constituées de 9 acides aminés.
Comme pour les autres toxines RTX, l'opéron codant pour la leucotoxine de Mannheimia haemolytica est constitué de 4 gènes contigus dans l’ordre C A B D. Le gène lktA code pour une prototoxine de 101,9 kDa, le gène lktC code pour un activateur (protéine de 19,8 kDa) transformant la prototoxine en toxine active, les gènes lktB et lktD codent pour des protéines, associées à la membrane, qui permettent l’excrétion de la toxine.
Contrairement à d'autres toxines RTX, la leucotoxine de Mannheimia haemolytica a un spectre d'action étroit et n'est active que sur les leucocytes et sur les plaquettes des ruminants. Cette spécificité s'expliquerait par une fixation sur un récepteur présent uniquement sur certaines cellules de ruminants. Chez les bovins, ce récepteur est la molécule CD18 et la toxine se lie à un domaine de la molécule qui n'existe pas ou qui est différent chez les autres espèces animales.
À faible concentration, elle altère la phagocytose, elle favorise la libération d'enzymes protéolytiques et de radicaux oxygénés par les granulocytes neutrophiles, elle diminue la prolifération des lymphocytes et elle provoque une agrégation et une activation des plaquettes. À des concentrations plus élevées, elle est cytotoxique pour les leucocytes et les plaquettes. Les granulocytes neutrophiles et/ou les mastocytes, exposés à l'action de la toxine, concourent à l'instauration d'une inflammation en libérant des radicaux oxygénés, des eicosanoïdes, de l'histamine et des enzymes protéolytiques. Il en va de même pour les macrophages broncho-alvéolaires qui, sous l'action de la toxine, synthétisent du TNF alpha et de l'IL-1bêta. Les enzymes libérées à la suite de la cytolyse et la leucotoxine elle-même sont chimiotactiques pour les leucocytes ce qui conduit à un recrutement cellulaire et à une aggravation des lésions. La lyse des plaquettes induit une thrombose vasculaire et une exsudation de fibrine. Expérimentalement, la leucotoxine purifiée induit des lésions pulmonaires avec des foyers de consolidation, des œdèmes interlobulaires et des hémorragies.
La leucotoxine de Mannheimia haemolytica est susceptible de se fixer, de manière non spécifique, sur la membrane des globules rouges et elle possède un pouvoir hémolytique modéré.
L'importance de la leucotoxine est illustrée par l'étude de mutants incapables de synthétiser cette toxine et qui se révèlent moins pathogènes pour les caprins et les bovins et par le fait que les anticorps anti-leucotoxine sont aptes à assurer une protection vis-à-vis d'une infection expérimentale.
G - Enzymes extracellulaires
Au moins quatre enzymes, excrétées par la bactérie, sont susceptibles de faciliter la colonisation des alvéoles pulmonaires ou de diminuer la résistance aux mécanismes de défense.
. La O-sialoglycoprotéine endopeptidase est une métalloprotéase de 35,2 kDa, codée par le gène gcp qui est présent chez toutes les souches de Mannheimia haemolytica. Son rôle dans la pathogénie est mal connu mais elle semble augmenter l'adhésion et l'activation des plaquettes.
. La neuraminidase est produite par toutes les souches durant la phase stationnaire de croissance et elle est également produite in vivo. C'est une protéine de 160 kDa dont le rôle exact dans la virulence est inconnu mais, elle pourrait faciliter la colonisation des muqueuses.
. La superoxyde dismutase, produite par les souches des sérovars 1 et 2, détruit les radicaux superoxydes ce qui protège la bactérie des radicaux oxygénés produits par les phagocytes.
. Une IgG1 protéase a été mise en évidence dans les surnageant de culture. Sa nature est inconnue mais elle pourrait être identique à la sialoglycoprotéine endopeptidase. Rappelons que les immunoglobulines G1 jouent un rôle important dans les mécanismes d'immunité pulmonaire chez les bovins.
Diagnostic bactériologique
Les mannheimioses les plus fréquentes sont des infections respiratoires et des mammites.
. Lors d'infections respiratoires, les écouvillonnages nasaux sont de moins bons prélèvements que les aspirations transtrachéales ou les lavages broncho-alvéolaires car Mannheimia haemolytica peut être présente dans les cavités nasales d'animaux sains. Sur l'animal mort, le prélèvement est constitué par un fragment de poumon présentant des lésions.
. Lors de mammites, le prélèvement est constitué par un échantillon de lait.
La culture est effectuée sur des milieux riches comme une gélose Columbia ou une gélose tryptose enrichies de 5 p. cent de sang de bovin ou de mouton ou de 10 p. cent de sérum de cheval. L'incubation est effectuée sous atmosphère normale ou dans une atmosphère enrichie en CO2 (le CO2 a peu d'influence sur la croissance des Mannheimia sp. mais il favorise ou il est indispensable à la cultures de germes, tel que ¤ Histophilus somni qui peuvent être responsables d'infections cliniquement proches des mannheimioses). Après 24 heures d'incubation, les colonies sont circulaires et d'une taille comprise entre 1 et 2 mm. L'hémolyse est variable selon les espèces et le type de sang utilisé (Cf. supra). En ce qui concerne Mannheimia haemolytica, il est préférable d'utiliser du sang de bovin mais, l'hémolyse est parfois faible et visible uniquement sous la colonie.
L'utilisation de milieux sélectifs** est possible mais ils sont peu utilisés, du moins en France.
Le diagnostic sera orienté par les caractères morphologiques, le type respiratoire, la présence d'une oxydase (papier imprégné juste avant usage d'une solution de tétraméthyl-paraphénylène-diamine préparée extemporanément), la réduction des nitrates et l'acidification du glucose.
Le diagnostic de l'espèce sera ensuite assuré par la recherche des autres caractères biochimiques. Il ne peut être basé sur la recherche de quelques caractères phénotypiques suivis d'un sérotypage puisqu'un même sérovar peut être présent chez différentes espèces.
L'utilisation de kits de diagnostic n'est pas toujours adaptée au diagnostic des Mannheimia sp. car toutes les espèces ne sont pas répertoriées dans les bases de données des fabricants et les milieux utilisés ne permettent pas toujours la croissance des bactéries. C'est notamment le cas du système API 20 NE dont le milieu utilisé pour les tests d'assimilation n'assure pas la croissance de la majorité des souches appartenant à la famille des Pasteurellaceae. Dans ces conditions, seuls quelques caractères peuvent être étudiés et l'identification peut être erronée. L'isolement, chez l'homme, d'une souche de Mannheimia varigena à partir d'une plaie de morsure infligée par un porc est de ce point de vue très démonstratif. L'utilisation d'une galerie API 20 NE permettait d'identifier la bactérie comme une souche de Mannheimia (Pasteurella) haemolytica. L'isolement d'une souche de Mannheimia haemolytica a intrigué le bactériologiste car cette espèce n'a jamais été isolée chez le porc et le recours à un diagnostic classique a permis l'identification correcte d'une souche du taxon 15 de Bisgaard actuellement inclus dans l'espèce Mannheimia varigena. Quelques caractères permettant de différencier Mannheimia varigena des autres bacilles à Gram négatif, non anaérobies, n'appartenant pas à la famille des Enterobacteriaceae et isolés de plaies occasionnées par des morsures de porcs sont donnés dans le tableau VI.
La détermination du sérovar peut être utile notamment pour des études épidémiologiques. Le test d'hémagglutination passive est de réalisation lourde et Fodor et al. (1994) ont mis au point un test de co-agglutination donnant des résultats comparables au test de référence mais beaucoup plus rapide à réaliser (voir : ¤). Cette technique de co-agglutination permettrait même la mise en évidence de l'antigène directement au niveau d'un prélèvement et pourrait servir de test rapide d'orientation pour le diagnostic (voir : ¤).
Sensibilité aux antibiotiques
En France, de nombreuses souches de Mannheimia haemolytica d'origine bovine sont résistantes aux antibiotiques. Les résultats publiés par le Laboratoire de Pathologie Bovine de l'AFSSA et concernant des souches isolées entre 1982 et 1994, montrent que 61 p. cent des souches résistent à l'ampicilline (ces souches sont sensibles à l'association ampicilline-acide clavulanique), 93 p. cent à la streptomycine, 49 p. cent à la néomycine, 17 p. cent à la gentamicine, 35 p. cent au chloramphénicol, 71 p. cent aux tétracyclines, 79 p. cent aux sulfamides, 39 p. cent à l'association sulfamide-triméthoprime, 0,4 p. cent aux furanes et 31 p. cent à l'acide nalidixique.
Les souches d'origine ovine semblent moins résistantes puisque, dans une étude portant sur 197 souches, Diker et al. (1994) obtiennent les chiffres suivant : 5 p. cent des souches résistent à l'ampicilline, 12 p. cent à l'oxytétracycline, 0 p. cent au chloramphénicol, 6 p. cent à l'érythromycine, 8 p. cent à la kanamycine, 6 p. cent à la néomycine, 3 p. cent à la gentamicine, 39 p. cent à la streptomycine et 100 p. cent à la lincomycine.
Les différences de sensibilité observées entre les 2 études résumées ci-dessus semblent liées à l'importance de l'utilisation des antibiotiques. L'étude concernant les souches d'origine ovine a été réalisée en Turquie, pays où les antibiotiques sont peu utilisés en pathologie ovine.
. La résistance à l'ampicilline est sous la dépendance de plasmides (de 4,1 kb ou de 4,4 kb) codant pour une bêta-lactamase ROB-1. Cette enzyme a été primitivement décrite chez une souche de Haemophilus influenzae isolée d'un cas de méningite aux U.S.A. Le gène codant pour cette enzyme semble avoir pour origine une bactérie à Gram positif, il se serait intégré dans le génome des Pasteurellaceae puis aurait diffusé parmi les souches animales de Pasteurella sp., de Mannheimia haemolytica et de ¤ Actinobacillus pleuropneumoniae. Ultérieurement, ce gène se serait propagé à des souches pathogènes d'origine humaine (Haemophilus influenzae, Haemophilus parainfluenzae, Haemophilus ducreyi, Pasteurella multocida). La bêta-lactamase ROB-1 est un bon exemple pour illustrer la possibilité d'une dissémination de gènes de résistance des souches animales vers les souches humaines et pour souligner l'importance du réservoir animal dans l'émergence et la propagation des souches bactériennes résistantes aux antibiotiques.
. La résistance au chloramphénicol résulte de la synthèse d'une chloramphénicol acétyltransférase de type III codée par un plasmide d'environ 5 kb. Cette enzyme est également active sur le florfénicol.
. À l'exception d'une souche, la résistance aux tétracyclines concerne toutes les molécules de cette famille sauf la minocycline.
. La résistance aux sulfamides est certainement sous la dépendance d'un gène chromosomique.
Prophylaxie
Outre la prophylaxie sanitaire visant à limiter l'exposition aux facteurs de risque, la prévention des mannheimioses respiratoires des bovins fait appel à des vaccins. Des anticorps dirigés contre les antigènes capsulaires, contre les protéines majeures de membrane externe, contre diverses protéines de membrane externe (au moins 21 molécules) et les lipoprotéines de membrane externe, contre les protéines TbpA et TbpB et contre la leucotoxine peuvent avoir un rôle protecteur et un vaccin efficace devrait susciter la synthèse d'une réponse immunitaire vis-à-vis de l'ensemble de ces antigènes.
Des vaccins tués ont été utilisés depuis longtemps chez les bovins mais leur efficacité est très médiocre car ils n'induisent pas de réponse immunitaire vis-à-vis de la leucotoxine. De plus, certains vaccins peuvent même être nocifs car ils induisent la synthèse d'anticorps opsonisants qui vont faciliter la phagocytose des souches virulentes et, en l'absence d'anticorps antitoxine, augmenter le nombre de phagocytes détruits et la réponse inflammatoire.
Les vaccins vivants atténués ont une meilleure efficacité car les souches vaccinales élaborent, in vivo, de la leucotoxine et d'autres facteurs de virulence qui stimulent une réponse immunitaire protectrice. Sur le terrain, leur efficacité est parfois décevante peut être en raison de l'utilisation d'antibiotiques ou de mauvaises conditions de conservation.
Plusieurs vaccins sous-unités ont été développés : vaccins contenant uniquement de la leucotoxine, vaccins à base de protéines de membrane externe, vaccins associant leucotoxine et polyosides capsulaires. Dans différents essais, effectués sur le terrain ou dans des conditions expérimentales, l'intérêt de ces vaccins est variable selon les auteurs (voir par exemple : Srinand, Maheswaran et al. 1996, Srinand, Hsuan et al. 1996, Stevens et al. 1997).
Adresse utile en médecine vétérinaire
AFSSA : Laboratoire de Pathologie Bovine - 31, avenue Tony Garnier - 69342 Lyon.
Orientation bibliographique
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Voir le fichier ¤ "Les toxines RTX".
1) Milieu de Morris (d'après : SCOTT (M.J.) et JONES (J.E.T.) : The carriage of Pasteurella haemolytica in sheep and its transfer between ewes and lambs in relation to mastitis. J. Comp. Path., 1998, 118, 359-363.) :
Gélose Columbia.
Sang de mouton défibriné : 5 p. cent.
Néomycine : 1,5 mg/mL.
Novobiocine : 2 mg/mL.
Nystatine : 200 U/mL.
2) Pasteurella haemolytica selective medium :
Agar : 15,0 g.
Digestion pancréatique de caséine : 10,0 g.
Digestion peptique de tissus animaux : 10,0 g.
NaCl : 5,0 g.
Glucose : 1,0 g.
Placer les ingrédients dans de l'eau distillée et ajuster le volume à 950 mL. Mélanger et chauffer lentement jusqu'à ébullition. Autoclaver 15 min. à 121 °C.
Refroidir à 45 °C - 50 °C et ajouter 50,0 mL de digestion peptique de sang.
Ajouter 10 mL d'une solution d'antibiotiques (actidione : 0,1 g, novobiocine : 2,0 mg, néomycine : 1,5 mg, eau distillée : quantité suffisante pour 10 mL. Stériliser par filtration).
Test de co-agglutination (d'après : FODOR (L.), PÉNZES (Z.) et VARGA (J.) : Coagglutination test for serotyping Pasteurella haemolytica. J. Clin. Microbiol., 1996, 34, 393-397.).
1) Sérotypage d'une souche
Mettre en suspension dans de l'eau physiologique des bactéries cultivées sur gélose au sang. L'opacité doit être de 4 sur une échelle de MacFarland.
Incuber 5 minutes à température ambiante.
Centrifuger 15 minutes à 8000 g.
Récupérer le surnageant et le porter à ébullition durant 10 minutes (l'utilisation d'un surnageant non chauffé donne de moins bons résultats).
Les anticorps spécifiques sont préparés sur des lapins immunisés avec les souches de référence des différents sérovars puis fixés sur une souche de Staphylococcus aureus subsp. aureus productrice de protéine A.
Placer sur une lame 50 µL de la solution antigénique et 50 µL d'une suspension de Staphylococcus aureus subsp. aureus revêtu d'anticorps.
Agiter 2 minutes et lire les résultats.
2) Mise en évidence d'antigène dans un prélèvement
Broyer au mortier environ 2 g de poumon dans 3 mL d'eau physiologique.
Porter à ébullition durant 10 minutes.
Centrifuger à 8000 g durant 15 minutes.
Utiliser le surnageant pour réaliser le test.