J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire

Créé le 30 décembre 1999
Dernière mise à jour le 31 octobre 2005

PISCIRICKETTSIA SALMONIS

Note : Pour une information concernant les poissons cités dans ce fichier, voir le site FishBase (rentrer le nom du genre et le nom de l'espèce dans le fichier Search FishBase).

Voir aussi le fichier : ¤ "Thiotrichales, Francisellaceae, Piscirickettsiaceae".

Systématique

En 1989, une épizootie d'étiologie inconnue a été décrite chez des saumons coho (Oncorhynchus kisutch) élevés au Chili. Les analyses microbiologiques, effectuées sur des animaux âgés de deux ans, ont permis d'isoler une bactérie à Gram négatif, parasite intracellulaire obligatoire, incapable de se multiplier sur des milieux inertes (41 milieux étudiés par Cvitanich et al.), mais apte à se multiplier en cultures cellulaires.
Dans les cellules infectées, la multiplication a lieu dans des vacuoles cytoplasmiques ce qui évoquait soit une bactérie du genre Ehrlichia soit une bactérie de l'ordre des ¤ Chlamydiales.
L'absence d'un cycle de développement intracellulaire (spécifique des représentants de l'ordre des ¤ Chlamydiales), l'absence de communauté antigénique avec les chlamydies (sensu lato) et la présence de quelques communautés antigéniques avec ¤ Ehrlichia ewingii conduisaient à rapprocher cette bactérie de la tribu des Ehrlichieae (actuellement placée dans la famille des ¤ Anaplasmataceae).

En 1992, Fryer et al. publient une étude phylogénétique reposant sur la séquence de l'ADNr 16S de la souche LF-89 (= ATCC(R) VR 1361) isolée en 1989 au Chili. Les résultats montrent (i) que cette bactérie appartient à la classe des ¤ Gammaproteobacteria et (ii) que son ADNr 16S présente 87,5 p. cent d'homologie avec celui de ¤ Coxiella burnetii et 86,3 p. cent d'homologie avec celui de Wolbachia persica (¤ Coxiella burnetii et Wolbachia persica appartiennent également à la classe des ¤ Gammaproteobacteria). En revanche, les pourcentages d'homologie avec ¤ Neorickettsia risticii, Rickettsia typhi et ¤ Bartonella quintana (bactéries placées dans la classe des ¤ Alphaproteobacteria) sont inférieurs à 80. Ultérieurement, l'étude de la séquence des espaceurs présents entre les gènes codant pour les ARNr 16S et l'étude de la séquence des ADNr 23S ont permis de confirmer l'appartenance de ce micro-organisme à la classe des ¤ Gammaproteobacteria.

Compte tenu des résultats de l'analyse phylogénétique et de l'habitat de ces bactéries, Fryer et al. proposent la création d'un nouveau genre et d'une nouvelle espèce, Piscirickettsia salmonis.
Dans la deuxième édition du "Bergey's Manual of Systematic Bacteriology", le genre Piscirickettsia est placé dans la famille des ¤ Piscirickettsiaceae (ordre des ¤ Thiotrichales, classe des ¤ Gammaproteobacteria, phylum ou division des ¤ "Proteobacteria", domaine ou empire des "Bacteria" ou des "Eubacteria").

Des bactéries proches de (ou identiques à) Piscirickettsia salmonis ont été mises en évidence chez des poissons autres que les salmonidés. Bien que la position taxonomique de ces micro-organismes soit encore incertaine, dans la suite du texte, elles seront assimilées à Piscirickettsia salmonis.

Caractères bactériologiques

Piscirickettsia salmonis est une bactérie de forme coccoïde, parfois polymorphe (des formes en anneaux ou des formes en bacilles incurvés sont parfois observées), de 0,5 à 1,5 mm de diamètre, à Gram négatif, colorée en bleu foncé par le Giemsa, immobile, aérobie, présentant la structure d’une cellule procaryote et possédant la paroi d'une bactérie à Gram négatif.

La multiplication est optimale pour une température de 15 à 18 °C, elle s’effectue par fission binaire au sein des vacuoles intracytoplasmiques et elle peut être obtenue sur différentes lignées cellulaires de poissons, mais aussi sur des lignées ayant pour origine des insectes (lignée Sf21 provenant du tissu ovarien de la nymphe du papillon Spodoptera frugiperda) ou des amphibiens (lignée XTC-2 obtenue à partir de Xenopus laevis). En revanche, aucune culture n’est obtenue sur des milieux inertes. La multiplication est lente pour des températures supérieures à 20 °C ou inférieures à 10 °C et elle est nulle au dessus de 25 °C.
La multiplication, accompagnée d'un effet cytopathique, est observée principalement sur des cultures de cellules de salmonidés* (CHSE-214, CHH-1, CSE-119, RTG-2) mais un effet cytopathique est également observé sur des lignées de cellules provenant d'autres poissons* (EPC, FHM, BB).

La structure antigénique de Piscirickettsia salmonis a été étudiée par Kuzyk et al. et par Barnes et al. Ces travaux ont permis la mise en évidence d'antigènes polysaccharidiques et protéiques dont certains pourraient être utilisés soit pour le diagnostic soit pour la préparation de vaccins.

Habitat et pouvoir pathogène

Piscirickettsia salmonis est l’agent étiologique d’une maladie épizootique connue sous le nom de piscirickettsiose ou de "septicémie rickettsienne des salmonidés" ("salmonid rickettsial septicaemia" ou "coho salmon syndrome"). Elle a été découverte, dans le sud-est du Chili dans des élevages de saumons coho (Oncorhynchus kisutch) présentant un taux de mortalité pouvant atteindre 90 p. cent. Les premières observations suggéraient que seuls les saumons coho élevés en eau de mer étaient sensibles.
Par la suite, la maladie a été observée :
. chez d'autres espèces de poissons (salmonidés : Oncorhynchus gorbuscha, Oncorhynchus tshawytscha, Oncorhynchus masou, Oncorhynchus mykiss, Salmo salar ; tilapias : Oreochromis spp., Sarotherodon spp., Tilapia spp. ; Dicentrarchus labrax ; Atractoscion nobilis ; poissons d'aquarium : Panaque suttoni) ;
. dans d'autres pays (Canada, Écosse, France, Irlande, Norvège, USA, Taiwan) ;
. et chez des animaux élevés en eau douce (l'infection des poissons élevés en eau douce est toutefois plus rare que l'infection des poissons élevés en eau de mer).

Les animaux malades sont léthargiques, ils présentent une anorexie, des troubles de la nage, une pigmentation noirâtre, des hémorragies cutanées, des ulcères pouvant atteindre 2 cm de diamètre et les branchies sont pâles ce qui est le signe d'une anémie (l'hématocrite est inférieur à 27 p. cent). À l'autopsie, on note un ramollissement des reins, une splénomégalie et, parfois, des nodules jaunâtres ou grisâtres sur le foie. Des lésions moins importantes sont également observées sur le pancréas, le cœur et les ovaires. Des pétéchies ou des hémorragies sont présentes dans les muscles, sur la paroi abdominale, sur la muqueuse stomacale, sur la muqueuse intestinale et sur la vessie natatoire. L’examen histopathologique révèle des foyers de nécrose inflammatoire sur le foie, la rate, l’intestin ou dans le tissu hématopoïétique des reins.
Dans les formes aiguës, la mortalité peut être de l'ordre de 90 p. cent, sans aucun signe clinique manifeste.

Expérimentalement, l’inoculation par voie intrapéritonéale permet de reproduire la maladie et la bactérie peut être isolée des animaux inoculés. Le pouvoir pathogène est toutefois variable selon les souches : la souche LF-89 (isolée au Chili) est plus pathogène que la souche ATL-4-91 (isolée au Canada) ou que la souche NOR-92 (isolée en Norvège). Cette différence dans le pouvoir pathogène expérimental pourrait expliquer le taux de mortalité, particulièrement important, observé dans les élevages chiliens.

Dans les conditions naturelles, l'infection peut se transmettre sur un mode horizontal sans l'intervention de vecteurs (arthropodes vecteurs, vers parasites ...) et sur un mode vertical qui semble cependant peu important. Expérimentalement, il est possible de contaminer les animaux par dépôt de bactéries sur la peau ou sur les branchies alors que la contamination par intubation gastrique ou intubation intestinale est moins efficace. Ces résultats suggèrent que les principales voies de contamination naturelle sont la peau et les branchies.
Le réservoir de germes (poissons ? crustacés ? coquillages ? arthropodes ?) est inconnu. Le fait que Piscirickettsia salmonis soit capable de se multiplier sur des lignées cellulaires ayant pour origine des batraciens ou des insectes suggère que cette bactérie puisse persister chez des invertébrés et des animaux ectothermes autres que les poissons. Toutefois, Piscirickettsia salmonis n'a été détecté par PCR ni chez des arthropodes parasites du saumon (Lepeophtheirus salmonis and Caligus elongatus) prélevés chez des poissons infectés ni chez des mollusques bivalves (Mytilus edulis, Venerupis spp., et Tellina tenuis) vivant à proximité d'élevages infectés.
Le temps de survie dans l'eau est également inconnu. Expérimentalement, le temps de survie en dehors d'une cellule eucaryote est fonction de la température et du milieu utilisé. Le germe semble incapable de survivre dans l'eau douce, quelle que soit la température. Dans un milieu pour cultures cellulaires (milieu MEM contenant 10 p. cent de sérum de veau fœtal) ou dans l'eau de mer (3,2 p. cent de NaCl) la survie excède 14 jours à 5 °C, elle est de l'ordre de 10 jours à 10 °C, elle est inférieure à 10 jours à 15 °C et elle est inférieure à une semaine à 20 °C.

Diagnostic bactériologique

La mise en évidence de Piscirickettsia salmonis peut être effectuée soit par coloration à l'acridine orange soit par isolement en cultures cellulaires. Dans les deux cas, une confirmation du diagnostic peut être obtenue par immunofluorescence ou par immunohistochimie à l'aide d'un sérum polyclonal produit sur lapins ou d'anticorps monoclonaux.
D'autres techniques de diagnostic ont été proposées : agglutination de billes de latex, immuno-enzymologie (un test immuno-enzymatique est commercialisé) ou PCR. Plusieurs tests de PCR ont été mis au point, dont une PCR emboîtée (nested PCR) utilisable pour confirmer l'identification ou pour rechercher le germe directement dans les tissus.

La coloration à l'acridine orange** s'effectue sur des frottis ou des calques de reins, de foies ou de rates. Les préparations sont séchées à l'air, fixées pendant 5 minutes dans du méthanol absolu puis recouvertes pendant deux minutes avec le colorant. L'observation des lames (à l'immersion et avec un microscope à immunofluorescence) révèle des micro-organismes polymorphes mais principalement coccoïdes, colorés en rouge-orange ou en vert.
La coloration à l'acridine orange donne des résultats supérieurs à la coloration au Giemsa car les bactéries se distinguent mieux du fond de la préparation.

L'isolement en cultures cellulaires fait appel aux cellules CHSE-214 = ATCC CRL 1681. Aucun antibiotique ne doit être utilisé ni pour les cultures cellulaires ni pour la préparation des échantillons. Le prélèvement est constitué par les reins qui peuvent être réfrigérés à + 4 °C mais pas congelés. Une broyât tissulaire (dilutions finales 10^-2 et 10^-3) est inoculé aux cultures cellulaires qui sont ensuite incubées durant 28 jours à une température comprise entre 15 et 18 °C. L'effet cytopathique se traduit par des amas de cellules arrondis et, si l'incubation est prolongée, le tapis cellulaire est entièrement détruit.

Piscirickettsia salmonis peut être confondue avec Neorickettsia helminthoeca.
Neorickettsia helminthoeca est une bactérie intracellulaire, de forme coccoïde, à Gram négatif et qui est l'agent d'une maladie des canidés connue sous le nom de "salmon poisoning disease". Les salmonidés sont l'un des hôtes du trématode (Nanophyetus salmincola) vecteur du germe, mais Neorickettsia helminthoeca n'est pas pathogène pour les poissons. Contrairement à la piscirickettsiose, la "salmon poisoning disease" a une distribution géographique limitée et cette maladie n'a été observée que dans les régions côtières des états de Washington, de l'Oregon et de la Californie (nord-est de la Californie).

Sensibilité aux antibiotiques et prophylaxie médicale

In vitro, la multiplication est inhibée par de nombreux antibiotiques (gentamicine, streptomycine, érythromycine, clarithromycine, rifampicine, tétracycline, doxycycline, fluméquine, acide oxolinique, chloramphénicol), par contre la pénicilline, la spectinomycine ou l'amphotéricine B ne sont pas ou peu efficaces.
In vivo, les antibiotiques sont peu efficaces car leurs concentrations intracellulaires sont trop faibles pour stopper la multiplication du germe.

Aucun vaccin n'est actuellement commercialisé mais, expérimentalement, un vaccin constitué de bactéries inactivées par le formol, administré par voie intrapéritonéale à des saumons coho, confère une protection.

Orientation bibliographique

ALDAY-SANZ (V.), RODGER (H.), TURNBULL (T.), ADAMS (A.) et RICHARDS (R.H.) : An immunohistochemical diagnostic test for rickettsial disease. J. Fish. Dis., 1994, 17, 189-191.

ALMENDRAS (F.E.), JONES (S.R.M.), FUENTEALBA (C.) et WRIGHT (G.M.) : In vitro infection of a cell line from Ictalurus nebulosus with Piscirickettsia salmonis. Can. J. Vet. Res., 1997, 61, 66-68.

AUSTIN (B.) et AUSTIN (D.A.) : Bacterial fish pathogens: disease of farmed and wild fish. Third (revised) edition, Springer, London, 1999, 457 pages.

BARNES (M.N.), LANDOLT (M.L.), POWELL (D.B.) et WINTON (J.R.) : Purification of Piscirickettsia salmonis and partial characterization of antigens. Dis. Aquat. Organ., 1998, 33, 33-41.

BIRKBECK (T.H.), GRIFFEN (A.A.), REID (H.I.), LAIDLER (L.A.) et WADSWORTH (S.) : Growth of Piscirickettsia salmonis to high titers in insect tissue culture cells. Infect. Immun., 2004, 72, 3693-3694.

BROCKLEBANK (J.R.), EVELYN (T.P.T.), SPEARE (D.J.) et ARMSTRONG (R.D.) : Rickettsial septicemia in farmed Atlantic and chinook salmon in British Columbia: clinical presentation and experimental transmission. Can. Vet. J., 1993, 34, 745-748.

CVITANICH (J.D.), GARATEN (O.) et SMITH (C.E.) : The isolation of a rickettsia-like organism causing disease and mortality in Chilean salmonids and its confirmation by Koch’s postulate. J. Fish Dis., 1991, 14, 121-145.

FRYER (J.L.) et LANNAN (C.N.) : Family II. Piscirickettsiaceae fam. nov. In : D.J. BRENNER, N.R. KRIEG, J.T. STALEY et G. M. GARRITY (eds), Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, second edition, vol. 2 (The Proteobacteria), part B (The Gammaproteobacteria), Springer, New York, 2005, p. 180.

FRYER (J.L.) et LANNAN (C.N.) : Genus I. Piscirickettsia Fryer, Lannan, Giovannoni and Wood 1992, 123^VP. In : D.J. BRENNER, N.R. KRIEG, J.T. STALEY et G. M. GARRITY (eds), Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology, second edition, vol. 2 (The Proteobacteria), part B (The Gammaproteobacteria), Springer, New York, 2005, pp. 180-184.

FRYER (J.L.), LANNAN (C.N.), GARCES (L.H.), LARENAS (J.J.) et SMITH (P.A.) : Isolation of a rickettsiales-like organism from diseased coho salmon (Oncorhynchus kisutch) in Chile. Fish Pathol., 1990, 25, 107-114.

FRYER (J.L.), LANNAN (C.N.), GIOVANNONI (S.J.) et WOOD (N.D.) : Piscirickettsia salmonis gen. nov., sp. nov., the causative agent of an epizootic disease in salmonid fishes. Int. J. Syst. Bacteriol., 1992, 42, 120-126.

GARCES (L.H.), LARENAS (J.J.), SMITH (P.A.), SANDINO (S.), LANNAN (C.N.) et FRYER (J.L.) : Infectivity of a rickettsia isolated from coho salmon Oncohynchus kisutch. Dis. Aquat. Organ., 1991, 11, 93-97.

HOUSE (M.L.), BARTHIOLOMEW (J.L.), WINTON (J.R.) et FRYER (J.L.) : Relative virulence of three isolates of Piscirickettsia salmonis for coho salmon Oncorhynchus kisutch. Dis. Aquat. Organ., 1999, 35, 107-113.

KUZYK (M.A.), THORTON (J.C.) et KAY (W.W.) : Antigenic characterization of the salmonid pathogen Piscirickettsia salmonis. Infect. Immun., 1996, 64, 5205-5210.

LANNAN (C.N.) et FRYER (J.L.) : Recommended methods for inspection of fish for the salmonid rickettsia. Bull. Eur. Ass. Fish Pathol., 1991, 11, 135-136.

LANNAN (C.N.) et FRYER (J.L.) : Piscirickettsia salmonis, a major pathogen of salmonid fish in Chile. Fisheries Research, 1993, 17, 115-121.

LANNAN (C.N.) et FRYER (J.L.) : Extracellular survival of Piscirickettsia salmonis. J. Fish. Dis., 1994, 17, 545-548.

LARENAS (J.J.), BARTHOLOMEW (J.), TRONCOSO (O.), FERNANDEZ (S.), LEDEZMA (H.), SANDOVAL (N.), VERA (P.), CONTRERAS (J.) et SMITH (P.) : Experimental vertical transmission of Piscirickettsia salmonis and in vitro study of attachment and mode of entrance into the fish ovum. Dis. Aquat. Organ., 2003, 56, 25-30 (résumé disponible sur PubMed).

MAUEL (M.J.), GIOVANNONI (S.J.) et FRYER (J.L.) : Phylogenetic analysis of Piscirickettsia salmonis by 16S, internal transcribed spacer (ITS) and 23S ribosomal DNA sequencing. Dis. Aquat. Organ., 1999, 35, 115-123.

MAUEL (M.J.) ET MILLER (D.L.) : Piscirickettsiosis and piscirickettsiosis-like infections in fish: a review. Vet. Microbiol., 2002, 87, 279-289.

OIE (Office International des Epizooties) : Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animals-2003.

OLSEN (A.B.), MELBY (H.P.), SPEILBERG (L.), EVENSEN (Ø) et HASTEIN (T.) : Piscirickettsia salmonis infection in Atlantic salmon Salmo salar in Norway - epidemiological, pathological and micobiological findings. Dis. Aquat. Organ., 1997, 31, 35-48.

REID (H.I.), GRIFFEN (A.A.) et BIRKBECK (T.H.) : Isolates of Piscirickettsia salmonis from Scotland and Ireland show evidence of clonal diversity. Appl. Environ. Microbiol., 2004, 70, 4393-4397.

RODGER (H.D.) et DRINAN (E.M.) : Observation of a rickettsia-like organism in Atlantic salmon, Salmo salar L., in Ireland. J. Fish Dis., 1993, 16, 361-369.

SMITH (P.A.), PIZARRO (P.), OJEDA (P.), CONTRERAS (J.), OYANEDEL (S.) et LARENAS (J.) : Routes of entry of Piscirickettsia salmonis in rainbow trout Oncorhynchus mykiss. Dis. Aquat. Organ., 1999, 35, 165-172.

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 * Quelques lignées cellulaires dérivées de poissons et permettant la multiplication de Piscirickettsia salmonis :

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** : Préparation de la solution d'acridine orange :
D'après : LANNAN (C.N.) et FRYER (J.L.) : Recommended methods for inspection of fish for the salmonid rickettsia. Bull. Eur. Ass. Fish Pathol., 1991, 11, 135-136.

Acridine orange en poudre : 20 mg.
Tampon acétate de sodium (100 mL de CH₃COONa.3H₂O 1 M et 90 mL de HCl 1 N) : 190 mL.
Ajuster le pH à 3,5 avec de l'acide chlorhydrique 1 N.
Conserver à température ambiante à l'abri de la lumière.

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