J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 21 septembre 2001
Dernière mise à jour le 10 juin 2008
TENACIBACULUM
Autres dénominations :
. Tenacibaculum maritimum : Flexibacter maritimus. Tenacibaculum maritimum (Flexibacter maritimus) est un synonyme hétérotypique et antérieur de Cytophaga marina (ancienne dénomination : "Flexibacter marinus").
. Tenacibaculum ovolyticum : Flexibacter ovolyticus.
Note : Pour une information concernant les poissons cités dans ce fichier, voir le site FishBase (rentrer le nom du genre et le nom de l'espèce dans le fichier Search FishBase).
Systématique
En 1980, le genre Flexibacter ainsi que les espèces Flexibacter aggregans, Flexibacter aurantiacus, Flexibacter flexilis, Flexibacter litoralis, Flexibacter polymorphus, Flexibacter roseolus, Flexibacter ruber, Flexibacter sancti et Flexibacter tractuosus ont été retenus par les Approved Lists of Bacterial Names.
Ultérieurement, ce genre s'est enrichi des espèces Flexibacter canadensis, Flexibacter columnaris, Flexibacter elegans, Flexibacter filiformis, Flexibacter japonensis, Flexibacter maritimus, Flexibacter ovolyticus et Flexibacter psychrophilus.
Flexibacter maritimus et Flexibacter psychrophilus sont, respectivement, des synonymes antérieurs et hétérotypiques de Cytophaga marina et de Cytophaga psychrophila. Rappelons que deux taxons sont des synonymes hétérotypiques lorsqu'ils qu'ils sont considérés comme étant identiques en dépit de l'existence de nomenclatures types différentes (voir le fichier ¤ "Nomenclature bactérienne").
Plusieurs études phylogénétiques, basées sur l'étude des séquences des ARNr 16S puis sur l'étude des séquences des gènes codant pour la sous-unité B de l'ADN gyrase (gènes gyrB)*, ont montré que le genre Flexibacter était hétérogène et qu'il devrait être réduit à sa seule espèce type, Flexibacter flexilis. La réorganisation de ce genre a débuté en 1996 lorsque Bernardet et al. ont transféré Flexibacter aurantiacus, Flexibacter columnaris et Flexibacter psychrophilus dans le genre ¤ Flavobacterium. En 2001, Suzuki et al. poursuivent ce travail et reclassent Flexibacter maritimus et Flexibacter ovolyticus dans le nouveau genre Tenacibaculum.
Suzuki et al. ont procédé à l'analyse phylogénétique et taxonomique de sept souches bactériennes isolées d'éponges ou d'algues récoltées au large des côtes du Japon et des îles Palau et appartenant au complexe "Cytophaga - Flavobacterium - Bacteroides". Outre ces sept souches leur étude a également concerné 43 souches du complexe "Cytophaga - Flavobacterium - Bacteroides", dont les souches types des espèces Flexibacter maritimus et Flexibacter ovolyticus.
Les résultats obtenus par analyse des séquences des ADNr 16S et des gènes gyrB montrent que cinq des souches isolées des éponges et des algues sont apparentées aux souches types de Flexibacter maritimus et de Flexibacter ovolyticus. L'ensemble de ces souches forme un groupe phylogénétiquement distant de Flexibacter flexilis mais proche des Polaribacter sp. Toutefois, contrairement Polaribacter sp., ce groupe renferme des souches mobiles par glissement, pigmentées en jaune et dont les cellules sont des bacilles de forme régulière. Au vu de ces résultats, Suzuki et al. proposent de regrouper ces souches au sein d'un nouveau genre, le genre Tenacibaculum.
Au sein du genre Tenacibaculum, les hybridations ADN - ADN permettent de reconnaître quatre espèces :
. Deux de ces espèces sont de nouvelles combinaisons : Tenacibaculum maritimum (synonyme : Flexibacter maritimus) et Tenacibaculum ovolyticum (synonyme : Flexibacter ovolyticus).
. Les deux autres sont de nouveaux taxons : Tenacibaculum mesophilum regroupant trois souches isolées d'éponges et une souche isolée d'algues et Tenacibaculum amylolyticum constitué d'une unique souche isolée d'une algue verte.
Les diverses nomenclatures proposées par Suzuki et al. ont été validement publiées le 10 septembre 2001.
En 2008, Piňeiro-Vidal et al. valident la publication de Tenacibaculum discolor, de Tenacibaculum gallaicum et de Tenacibaculum soleae pour trois souches pathogènes pour les poissons. L'individualisation de ces trois espèces repose sur l'étude des séquences des ARNr 16s et, pour Tenacibaculum discolor et Tenacibaculum gallaicum, sur les résultats des hybridations ADN-ADN.
D'autres espèces, dépourvues d'intérêt en médecine vétérinaire, ont également été placées dans le genre Tenacibaculum (voir Tenacibaculum in List of Prokaryotic names with Standing in Nomenclature).
Le genre Tenacibaculum appartient à la famille des ¤ Flavobacteriaceae (ordre des "Flavobacteriales", classe des Flavobacteria, division ou phylum des "Bacteroidetes", domaine ou empire des "Bacteria" ou des "Eubacteria").
Caractères bactériologiques
Le genre Tenacibaculum est constitué de bacilles à Gram négatif (Tenacibaculum discolor, Tenacibaculum gallaicum, Tenacibaculum maritimum et Tenacibaculum soleae peuvent donner des formes sphériques dans les vieilles cultures), non sporulés, mobiles par glissement ( à l'exception de Tenacibaculum skagerrakense), produisant un pigment jaune, ne produisant pas de flexirubine, aérobies stricts, catalase et oxydase positives. La longueur des cellules est généralement comprise entre 1,5 et 3,0 µm (mais des formes plus longues, jusqu'à 30 µm, sont également observées) et leur diamètre est compris entre 0,3 et 0,5 µm. La principale quinone respiratoire est une ménaquinone à 6 unités isoprénoïdes. Le G + C p. cent varie de 30 à 35,2. Toutes les souches sont isolées de l'environnement marin et elles cultivent bien sur des milieux contenant de l'eau de mer.
Les principaux caractères permettant de différencier le genre Tenacibaculum d'autres genres de la famille des ¤ Flavobacteriaceae figurent dans le tableau I.
Parmi les espèces qui constituent ce genre, seuls Tenacibaculum maritimum, Tenacibaculum ovolyticum, Tenacibaculum discolor, Tenacibaculum gallaicum et Tenacibaculum soleae présentent un intérêt en médecine vétérinaire.
Tenacibaculum maritimum
Les cellules de l'espèce Tenacibaculum maritimum peuvent atteindre 30 µm de longueur, elles réduisent les nitrates, elles adsorbent le rouge Congo, elles hydrolysent la gélatine (selon Suzuki et al., la souche type de Tenacibaculum maritimum ne dégrade pas la gélatine), la trybutyrine, l'ADN (réaction lente et faible), la lécithine et le Tween 20 mais, elles n'hydrolysent ni la carboxyméthyl cellulose, ni la chitine, ni l'amidon.
Une réponse négative est obtenue avec les tests ONPG, production d'indole, production d'hydrogène sulfuré et acidification des sucres.
En galerie API ZYM, une réaction positive est notée pour les tests phosphatase alcaline, phosphatase acide, estérase C4, estérase lipase C8, lipase C14 (neuf souches isolées en France donnent cependant un réponse négative), leucine arylamidase, valine arylamidase, cystine arylamidase (réponse négative pour les deux souches étudiées par Sakai et al.), trypsine, alpha chymotrypsine (neuf souches isolées en France donnent cependant un réponse négative) et naphtol-AS-BI-phosphohydrolase. Les autres substrats de la galerie ne sont pas hydrolysés.
Les résultats des tests d'assimilation diffèrent selon le milieu utilisé. Selon Suzuki et al., les souches de Tenacibaculum maritimum peuvent assimiler des acides aminés et le milieu de base doit contenir des extraits de levure et non des acides aminés. Dans un milieu contenant 0,2 g de NaNO3, 0,2 g de NH4CL, 0,005 g d'extraits de levure et 1L d'eau de mer synthétique, Tenacibaculum maritimum n'assimile ni la N-acétyl-glucosamine, ni le saccharose, ni le D-ribose, ni le DL-aspartate, ni la proline. L'assimilation du L-glutamate est un caractère faiblement positif.
La culture est obtenue pour des températures d'incubation comprises entre 15 et 34 °C avec un optimum thermique de l'ordre de 30 °C. La croissance nécessite du NaCl et du KCl et les milieux de culture doivent contenir au moins 30 p.cent d'eau de mer. Sur le milieu de Anacker et Ordal** contenant 70 p. cent d'eau de mer, les colonies obtenues après 2 à 3 jours d'incubation à 25 °C sont jaunes pâles, plates, à contour irrégulier, adhérentes à la gélose et leur diamètre n'excède pas 5 mm. Les colonies ont un aspect identique sur les milieux SFM*** et FMM****. Par contre, sur le milieu Marine agar 2216E (Difco), les colonies peuvent être circulaires et franchement colorées en jaune.
Les caractères permettant de différencier Tenacibaculum maritimum des autres espèces du genre présentant un intérêt en médecine vétérinaire sont donnés dans le tableau II.
Tenacibaculum ovolyticum
Les cellules de Tenacibaculum ovolyticum peuvent mesurer jusqu'à 20 µm de longueur voire même former des filaments atteignant 100 µm.
Cette bactérie réduit les nitrates et elle dégrade la gélatine.
Une réponse négative est notée pour les tests adsorption du rouge Congo, hydrolyse de l'amidon, hydrolyse de la chitine (une hydrolyse de la chitine est toutefois observée après 10 jours d'incubation), hydrolyse de la carboxyméthyl cellulose, hydrolyse de l'urée, ONPG, ADH, LDC, ODC, production d'indole, production d'hydrogène sulfuré, assimilation du citrate et acidification des sucres.
En galerie API ZYM, une réaction positive est notée pour les tests phosphatase alcaline, phosphatase acide, estérase C4, estérase lipase C8, leucine arylamidase, valine arylamidase et naphtol-AS-BI-phosphohydrolase. Les autres substrats de la galerie ne sont pas hydrolysés.
Tenacibaculum ovolyticum cultive à 4 °C et à 25 °C mais pas à 30 °C. Les milieux de culture doivent contenir au moins 50 p. cent d'eau de mer. Sur le milieu de Anacker et Ordal contenant 70 p. cent d'eau de mer, les colonies sont jaunes pâles, plates et à contour irrégulier.
La viabilité des souches en culture diminue rapidement avec le temps et elles doivent être repiquées tous les cinq à sept jours. Au cours de l'incubation sur des milieux gélosés, le centre des colonies est constitué de cellules lysées alors que les cellules demeurent vivantes à la périphérie. Cette diminution de viabilité semble liée à l'activation de phages tempérés présents dans toutes les souches isolées par Hansen et al.
Les caractères permettant de différencier Tenacibaculum ovolyticum des autres espèces du genre présentant un intérêt en médecine vétérinaire sont donnés dans le tableau II.
Tenacibaculum discolor et Tenacibaculum gallaicum
Les caractères phénotypiques de ces deux espèces, tels qu'ils sont donnés par Piňeiro-Vidal et al., sont pratiquement identiques.
Bacilles à Gram négatif de 0,5 µm de diamètre sur 2 à 30 µm de longueur, mobiles par glissement.
Une réponse positive est obtenue pour les tests réduction des nitrates, hydrolyse de la caséine, hydrolyse de la gélatine, assimilation du L-glutamate et de la L-proline.
Une réponse négative est notée pour les tests VP, indole, production d'hydrogène sulfuré, hydrolyse de l'amidon, hydrolyse du Tween 80, acidification des sucres, assimilation du D-galactose, du D-glucose, du D-ribose, du D-saccharose et de la L-tyrosine.
En utilsant une galerie API ZYM, seuls donnent un résultat positif les tests phosphatase alcaline, phosphatase acide, estérase, estérase lipase, lipase, leucine arylamidase, valine arylamidase, cystine arylamidase, trypsine, alpha-chymotrypsine et naphthol-AS-BI-phosphohydrolase.
La croissance nécessite la présence d'eau de mer qui ne peut être remplacée par du NaCl. Une croissance optimale est obtenue pour des températures comprises entre 25 et 30 °C et pour un pH compris entre 6 et 8.
Les colonies obtenues sur une gélose FMM ou sur une gélose Marine agar 2216E (Difco) sont plates, non adhérentes à la gélose et de couleur jaune brillante. Toutefois, seules les colonies de Tenacibaculum discolor, obtenues sur une gélose Marine agar 2216E, apparaissent vertes lorqu'elles sont observées en lumière oblique (angle de 30 à 45 °).
Les caractères permettant de différencier Tenacibaculum discolor et Tenacibaculum gallaicum des autres espèces du genre présentant un intérêt en médecine vétérinaire sont donnés dans le tableau II.
Tenacibaculum soleae
Bacilles à Gram négatif de 0,5 µm de diamètre sur 2 à 25 µm de longueur, mobiles par glissement. Des formes sphériques sont observées dans les vieilles cultures.
Une réponse positive est obtenue pour les tests hydrolyse de la caséine et hydrolyse de la gélatine.
Une réponse négative est notée pour les tests VP, hydrolyse de l'amidon, hydrolyse du Tween 80, indole, production d'hydrogène sulfuré, acidification des sucres, assimilation du D-galactose, du D-glucose, du L-glutamate, de la L-proline, du D-ribose, du saccharose et de la L-tyrosine.
En utilsant une galerie API ZYM, seuls donnent un résultat positif les tests phosphatase alcaline, estérase, estérase lipase, lipase, leucine arylamidase, valine arylamidase et cystine arylamidase.
La croissance nécessite la présence d'eau de mer qui ne peut être remplacée par du NaCl. Une croissance optimale est obtenue pour des températures comprises entre 22 et 25 °C et pour un pH compris entre 6 et 8.
Les colonies obtenues sur une gélose FMM ou sur une gélose Marine agar 2216E (Difco) sont plates, non adhérentes à la gélose et de couleur jaune.
Les caractères permettant de différencier Tenacibaculum soleae des autres espèces du genre présentant un intérêt en médecine vétérinaire sont donnés dans le tableau II.
Habitat et pouvoir pathogène
Les Tenacibaculum sp. ont pour habitat l'eau de mer et l'environnement marin. Deux des quatre espèces de ce genre, Tenacibaculum maritimum et Tenacibaculum ovolyticum, sont pathogènes pour les poissons.
Tenacibaculum maritimum
Tenacibaculum maritimum (Flexibacter maritimus) a été décrit à l'occasion d'une épidémie ayant provoqué une mortalité de 20 à 30 p. cent chez des larves de daurades japonaises (Pagrus major) et de brèmes de mer (Acanthopagrus schlegeli) élevées au Japon.
A partir de 1976, les infections à Tenacibaculum maritimum sont devenues un problème important chez plusieurs espèces de poissons élevées au Japon (Acanthopagrus schlegeli, Aluterus monoceros, Cleisthenes pinetorum, Oplegnathus fasciatus, Pagrus major, Paralichthys olivaceus, Seriola quinqueradiata, Takifugu rubripes) puis, à partir de 1981, Tenacibaculum maritimum a été identifié dans d'autres pays :
. en Écosse chez la sole (Solea solea) ;
. en Espagne chez des turbots (Psetta maxima, anciennement Scophthalmus maximus) et des saumons (Salmo salar et Oncorhynchus kisutch) ;
. en France, chez le bar (Dicentrarchus labrax) et la daurade (Sparus auratus) ;
. en Grèce et à Malte chez le bar (Dicentrarchus labrax) ;
. aux U.S.A (côtes californiennes) chez le saumon royal ou saumon chinook (Oncorhynchus tshawytscha), chez l'acoupa blanc (Atractoscion nobilis), chez la sardine du Pacifique ou pilchard de Californie (Sardinops sagax) et chez l'anchois de Californie ou anchois du Pacifique (Engraulis mordax) ;
. dans l'hémisphère sud chez Salmo salar, Oncorhynchus mykiss, Latris lineata, Acanthopagrus butcheri, Aldrichetta forsteri et Rhombosolea tapirina.
Les poissons infectés présentent des érosions de la bouche, des lésions des nageoires, des nécroses de la queue et, surtout, des lésions ulcéreuses et nécrotiques de la peau. Plus rarement, des lésions nécrotiques sont observées sur les branchies. De nombreuses bactéries sont présentes dans les lésions si bien que les tissus atteints peuvent présenter une couleur jaunâtre, parfois visible uniquement à la périphérie des lésions. Chez les animaux les plus sévèrement atteints, on note des pétéchies sur le péritoine, une accumulation de liquide hémorragique dans la cavité abdominale, une inflammation de la cavité buccale ainsi qu'une congestion des méninges, du tissu péri-orbitaire et de l'intestin. Dans les conditions naturelles, l'infection est plus fréquente durant l'hiver et le printemps et les jeunes poissons sont les plus réceptifs. L'expression clinique de l'infection est favorisée par les stress, par la présence de lésions cutanées, par une mauvaise alimentation et par une mauvaise qualité de l'eau.
La maladie peut être reproduite expérimentalement en immergeant des poissons dans de l'eau contaminée ou par injection sous-cutanée ou par scarification et la souche d'épreuve peut être isolée des lésions.
Le pouvoir pathogène semble lié à la capacité d'adhésion au mucus cutanée, à une résistance aux pouvoir bactéricide de ce mucus et, surtout, à la synthèse de substances toxiques (enzymes extracellulaires, exotoxines et endotoxine).
Il n'existe pas de vaccins capables de prévenir la maladie et l'éventuelle mise au point d'un vaccin semble délicate car les animaux malades puis guéris demeurent sensibles à une nouvelle infection.
Tenacibaculum ovolyticum
Tenacibaculum ovolyticum (Flexibacter ovolyticus) a été isolé, en Norvège, de la flore bactérienne colonisant la surface des œufs du flétan (Hippoglossus hippoglossus). Le flétan est un poisson qui fait l'objet de nombreuses études car il pourrait se révéler un bon candidat pour l'aquaculture en eau de mer. L'élevage du flétan est cependant contrarié par une mortalité importante, observée lors des premiers stades du développement. Au moins en Norvège, Tenacibaculum ovolyticum est une des causes de cette mortalité précoce.
Tenacibaculum ovolyticum colonise la surface des œufs de flétan et se comporte comme une bactérie pathogène opportuniste pour les œufs et les alevins. Notamment, cette espèce produit des enzymes capables d'endommager le chorion et la zona radiata. L'infection a été reproduite expérimentalement en ajoutant dans l'eau de mer, quatre jours avant l'éclosion des œufs, 2 à 3 millions de bactéries par mL. En revanche, l'infection expérimentale n'a pu être reproduite chez des œufs de turbot.
Tenacibaculum discolor et Tenacibaculum gallaicum
La souche type de Tenacibaculum discolor a été isolée du rein d'une sole du Sénégal (Solea senegalensis) et la souche type de Tenacibaculum gallaicum a pour origine l'eau d'un bassin où étaient élevés des turbots (Psetta maxima, anciennement Scophthalmus maximus). Les signes cliniques observés chez les animaux malades sont comparables à ceux observés lors de l'infection par Tenacibaculum maritimum : érosions de la bouche, lésions des nageoires, nécroses de la queue, lésions ulcéreuses et nécrotiques de la peau.
L'inoculation par voie intrapéritonéale de 9 x 105 à 9 x 107 UFC (unités formant colonies) de Tenacibaculum discolor ou de Tenacibaculum gallaicum à des soles ou à des turbots de 10 grammes provoque 60 à 100 p. cent de mortalité et le germe peut être réisolé en culture pure à partir des organes.
Tenacibaculum soleae
Piňeiro-Vidal et al. se contentent de préciser que cette espèce a été isolée d'une sole d'élevage (Solea senegalensis) présentant des signes cliniques et que la souche type est virulente pour la sole ou le turbot, mais pas pour la souris.
Diagnostic bactériologique
Le diagnostic des infections à Tenacibaculum maritimum se limite souvent à la mise en évidence de bactéries filamenteuses et mobiles dans les lésions. Toutefois, un diagnostic de certitude nécessite l'isolement et l'identification du germe. Tenacibaculum maritimum peut être isolé de la périphérie des lésions par ensemencement d'un milieu de Anacker et Ordal préparé avec de l'eau de mer ou d'un milieu Marine agar 2216E (Difco).
Les milieux de Anacker et Ordal ou Marine agar 2216E permettent la croissance des Vibrio sp., des Pseudomonas sp. et des Alteromonas sp. qui peuvent produire des substances inhibant la croissance de Tenacibaculum maritimum. Pour pallier ce problème, Pazos et al. préconisent de réaliser l'isolement sur une gélose FMM qui est moins favorable à la croissance des espèces inhibitrices.
Le milieu SFM qui contient de la néomycine présente l'inconvénient d'inhiber la croissance des souches sensibles à cet antibiotique.
Les cultures sont incubées à 25 °C et la bactérie est ensuite identifiée par ses caractères morphologiques, par sa mobilité et par ses caractères biochimiques. Une technique de PCR, amplifiant l'ADNr 16S, permet également une identification spécifique des souches isolées.
Les souches de Tenacibaculum ovolyticum, décrites par Hansen et al., ont été isolées d'œufs de flétan et de l'eau des incubateurs. Les œufs lavés puis broyés ou l'eau sont ensemencés sur une boîte de Marine agar 2216E et sur une boîte de milieu de Anacker et Ordal préparé avec 70 p. cent d'eau de mer. Les cultures sont incubées à 20-25 °C et la bactérie est ensuite identifiée par ses caractères morphologiques, par sa mobilité et par ses caractères biochimiques.
Les souches de Tenacibaculum discolor, de Tenacibaculum gallaicum et de Tenacibaculum soleae ont été isolées sur une gélose FMM incubée à 25 °C. L'identification de ces espèces repose sur leurs caractères phénotypiques. L'observation en éclairage oblique des colonies obtenues sur une gélose Marine agar 2216E permet de caractériser l'espèce Tenacibaculum discolor.
Quelques caractères permettant de différencier le genre Tenacibaculum d'autres genres de la famille des ¤ Flavobacteriaceae sont donnés dans le tableau I. Les caractères différentiels des diverses espèces du genre Tenacibaculum présentant un intérêt en médecine vétérinaire figurent dans le tableau II.
Sensibilité aux antibiotiques
A la connaissance de l'auteur, aucune donnée n'est disponible pour Tenacibaculum ovolyticum, Tenacibaculum discolor, Tenacibaculum gallaicum et Tenacibaculum soleae.
In vitro, les souches de Tenacibaculum maritimum étudiées par Bernardet et Grimont étaient résistantes à la gentamicine, à la néomycine, à la kanamycine, à la streptomycine, à la polymyxine B et à l'acide nalidixique. Un diamètre de zone d'inhibition supérieur à 9 mm était obtenu avec l'ampicilline (10 µg par disque), la céfalotine (30 µg par disque), la tétracycline (30 UI par disque), le chloramphénicol (30 µg par disque), les sulfamides (200 µg par disque), le triméthoprime (5 µg par disque), les nitrofuranes (300 µg par disque), l'érythromycine (15 UI par disque) et la novobiocine (30 UI par disque).
Les valeurs des CMI (en µg/mL) obtenues par Soltani et al. (six souches testées) sont les suivantes : 2,0 pour l'oxytétracycline, supérieures ou égales à 64 pour l'acide nalidixique, comprises entre 0,25 et 0,5 pour l'amoxicilline, comprises entre 6 et 16 pour la norfloxacine et comprises entre 0,25 et 0,5 pour le triméthoprime.
Pour le traitement des infections à Tenacibaculum maritimum, Soltani et al. préconisent l'utilisation de l'amoxicilline (80 mg/kg par voie orale chez la truite Arc-en-Ciel ou immersion des saumons de l'Atlantique dans une eau contenant 200 ppm d'antibiotique) ou mieux le triméthoprime (10 mg/kg par voie orale chez la truite Arc-en-Ciel ou immersion des saumons de l'Atlantique dans une eau contenant 50 ppm d'antibiotique).
Orientation bibliographique
Publication de synthèse
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Pour le placement d'une souche dans une espèce bactérienne, les études phylogénétiques basées sur la séquence de gènes codant pour des protéines donnent de meilleurs résultats que l'étude des séquences des gènes codant pour les ARNr 16S. Cette supériorité est liée au fait que ces gènes évoluent plus rapidement que les gènes codant pour les ARNr 16S. Plusieurs gènes ont été utilisés (recA, groEL, hsp75, parE, rpoB, rpoD...) et, notamment, le gène gyrB.
Inversement, l'étude des séquences des ADNr 16S, insuffisante pour distinguer des espèces étroitement apparentées, donne de meilleurs résultats pour le placement d'une souche dans un taxon d'un rang hiérarchique supérieur à l'espèce.
La définition phylogénétique d'une espèce (genomospecies; voir le fichier Définitions d'une genomospecies et d'une espèce bactérienne) repose sur les hybridations ADN - ADN. Une genomospecies est définie comme l'ensemble des souches présentant, dans les conditions optimales de réassociation (55 °C), un pourcentage d'homologie ADN - ADN supérieur à 70 avec une instabilité thermique des hybrides inférieure à 5 °C. Toutefois, les études d'hybridation ADN - ADN sont de réalisation fastidieuse car il nécessaire de purifier l'ADN de toutes les souches et de pratiquer toutes les hybridations possibles entre les ADN des souches étudiées.
Il semble exister une bonne corrélation entre les homologies de séquence des gènes gyrB et les résultats des hybridations ADN - ADN. Comme il est plus facile de séquencer des gènes que de réaliser des hybridations ADN - ADN, l'étude des séquences des gènes gyrB peut être une bonne alternative aux techniques d'hybridation.
Il reste cependant à appliquer cette technique à de nombreuses espèces et à résoudre quelques problèmes :
. La valeur du pourcentage d'homologie des séquence des gènes gyrB, équivalente à 70 p. cent d'homologie ADN - ADN (pourcentage retenu pour la définition phylogénétique d'une espèce), reste à déterminer. Dans le cas particulier des Tenacibaculum sp., elle est d'environ 88,8 p. cent ce qui est comparable aux valeurs obtenues pour les ¤ Acinetobacter sp.
. L'efficacité de la détermination de la séquence du gène gyrB peut être entravée par des transferts horizontaux d'ADN entre souches d'espèces différentes.
Pour ces différentes raisons, les hybridations ADN - ADN, qui reflètent la similitude de l'ensemble des génomes étudiés, demeurent la technique de référence.
Il convient de remarquer que l'analyse des séquences des ARNr 16S ne peuvent remplacer les hybridations ADN - ADN pour la définition phylogénétique d'une espèce (voir : Fox et al. 1992 ou Stackebrandt et Goebel 1994).
Une base de données des séquences des gènes gyrB de plus de 830 souches bactériennes est disponible sur Internet (ICB Database: the gyrB database). Ce site liste également plus de 50 séquences du gène parE.
Références :
. FOX (G.E.), WISOTZKEY (J.D.) et JURTSHUK Jr. (P) : How close is close: 16S rRNA sequence identity may not be sufficient to guarantee species identity. Int. J. Syst. Bacteriol., 1992, 42, 166-170.
. OLSEN (G.J.), WOESE (C.R.) et OVERBEEK (R.) : The winds of (evolutionary) change: Breathing new life into microbiology. J. Bact., 1994, 176, 1-6.
. STACKEBRANDT (E.) et GOEBEL (B.M.) : Taxonomic note: A place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology. Int. J. Syst. Bacteriol., 1994, 44, 846-849.
. WAYNE (L. G.), BRENNER (D.J.), COLWELL (R.R.), GRIMONT (P.A.D.), KANDLER (O.), KRICHEVSKY (M.I.), MOORE (L.H.), MOORE (W.E.C.), MURRAY (R.G.E.), STACKEBRANDT (E.), STARR (M.P.) et TRUPER (H.G.) : Report of the ad hoc committee on reconciliation of approaches to bacterial systematics. Int. J. Syst. Bacteriol., 1987, 37, 463-464.
. WOESE (C.R.) : Bacterial evolution. Microbiol. Rev., 1987, 51, 221-271.
. YAMAMOTO (S.), BOUVET (P.J.M.) et HARAYAMA (S.) : Phylogenetic structures of the genus Acinetobacter based on gyrB sequences: comparison with the grouping by DNA-DNA hybridization. Int. J. Syst. Bacteriol., 1999, 49, 87-95.
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Milieu de Anacker et Ordal ou milieu "Cytophaga agar" préparé avec de l'eau de mer (composition en g/L)
(D'après: PAZOS (F.), SANTOS (Y.), MACÍAS (A.R.), NÚÑEZ (S.) et TORANZO (A.E.) : Evaluation of media for the successful culture of Flexibacter maritimus. J. Fish Dis., 1996, 19, 193-197.)
Tryptone : 5,0
Extraits de levure : 0,5
Extraits de viande de bœuf : 0,2
Acétate de sodium : 0,2
Agar : 15
Eau de mer : 1 L ou (300 mL d'eau distillée et 700 mL d'eau de mer)
pH : 7,2 - 7,4
*** :
Milieu SFM ou "Selective Flexibacter Medium" (composition en g/L)
(D'après: PAZOS (F.), SANTOS (Y.), MACÍAS (A.R.), NÚÑEZ (S.) et TORANZO (A.E.) : Evaluation of media for the successful culture of Flexibacter maritimus. J. Fish Dis., 1996, 19, 193-197.)
Tryptone : 2,0
Extraits de levure : 0,5
Gélatine : 3,0
Agar : 15
Sulfate de néomycine : 0,004
Eau de mer : 1 L
pH : 7,2 - 7,4
**** :
Milieu FMM ou "Flexibacter maritimus Medium" (composition en g/L)
(D'après: PAZOS (F.), SANTOS (Y.), MACÍAS (A.R.), NÚÑEZ (S.) et TORANZO (A.E.) : Evaluation of media for the successful culture of Flexibacter maritimus. J. Fish Dis., 1996, 19, 193-197.)
Peptone : 5,0
Extraits de levure : 0,5
Acétate de sodium : 0,01
Agar : 15
Eau de mer : 1 L
pH : 7,2 - 7,4