J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 14 janvier 1999
Dernière mise à jour les 01 juin 2002
VIBRIO HARVEYI
Autres dénominations : "Achromobacter harveyi", "Pseudomonas harveyi", "Photobacterium harveyi", Beneckea harveyi, Lucibacterium harveyi.
Notes :
. Vibrio carchariae est un synonyme hétérotypique et ultérieur de Vibrio harveyi. Aussi, les souches de l'espèce Vibrio carchariae sont actuellement assimilées à Vibrio harveyi.
. Vibrio trachuri est un synonyme hétérotypique et ultérieur de Vibrio harveyi. Aussi, les souches de l'espèce Vibrio trachuri sont actuellement assimilées à Vibrio harveyi.
Voir aussi le fichier : ¤ "Vibrionales", Vibrionaceae, Vibrio.
Note : Pour une information concernant les poissons cités dans ce fichier, voir le site FishBase (rentrer le nom du genre et le nom de l'espèce dans le fichier Search FishBase).
Systématique
Vibrio harveyi a été isolé en 1936 d'un amphipode marin (Talorchestia sp.) par Johnson et Shunk et dénommé "Achromobacter harveyi". Cette bactérie est inscrite dans les "Approved Lists of Bacterial Names" sous les dénominations de Beneckea harveyi et de Lucibacterium harveyi (ces deux nomenclatures sont des synonymes homotypiques). En 1980, Baumann et al. abolissent les genres Beneckea et Lucibacterium et transfèrent les diverses espèces dans le genre Vibrio (ces transferts ont été validés en 1981).
Vibrio harveyi possède des caractères phénotypiques très proches de Vibrio carchariae et il est pratiquement impossible de différencier ces deux espèces.
La nomenclature de Vibrio carchariae a été proposée en 1984 pour une souche de Vibrio sp. isolée d'un requin (Carcharhinus plumbeus) mort en captivité et elle a été validée en 1985.
En 1998, Pedersen et al. montrent (étude des homologies ADN - ADN, polymorphisme des fragments d'ADN amplifiés (AFLP), analyse des ribotypes) que Vibrio carchariae est en fait un synonyme ultérieur de Vibrio harveyi si bien que la dénomination de Vibrio harveyi désigne également les souches préalablement connues sous le nom de Vibrio carchariae. Un résultat similaire mais non publié avait été précédemment obtenu par Hickman-Brenner et al.
La nomenclature de Vibrio trachuri a été validée en 1996 pour trois souches de vibrions isolées de chinchards du Japon (Trachurus japonicus). La proposition de créer une nouvelle espèce reposait avant tout sur les résultats des homologies ADN-ADN puisque les pourcentages d'homologie entre les souches types de Vibrio trachuri et de Vibrio harveyi ne dépassaient pas 40. Ultérieurement, ces résultats ont été infirmés par Thompson et al. qui montrent que le pourcentage d'homologie entre les deux souches types est de 80 p. cent. L'étude des séquences des ARNr 16S, la détermination des G + C p. cent, l'analyse numérique des fragments obtenues par une technique FAFLP (Fluorescent Amplified Fragment Length Polymorphism) ainsi que les caractères phénotypiques étudiés à l'aide de kits BIOLOG GN confirment que Vibrio harveyi et Vibrio trachuri sont une unique espèce. Vibrio trachuri est donc un synonyme ultérieur de Vibrio harveyi si bien que la dénomination de Vibrio harveyi désigne également les souches préalablement connues sous le nom de Vibrio trachuri.
Caractères bactériologiques
Vibrio harveyi est un bacille droit, à Gram négatif, mobile grâce à la présence d'une ciliature polaire (culture en milieu liquide) ou d'une ciliature polaire et péritriche (culture en milieu solide), pouvant parfois essaimer sur les milieux solides (environ 13 p. cent des souches), halophile, aéro-anaérobie, oxydase positive, catalase positive, nitrate réductase positive.
Les caractères bactériologiques sont variables selon les auteurs et les techniques utilisées. Les résultats mentionnés ci-dessous sont ceux obtenus par Grimes et al. 1993 et Alsina et Blanch 1994.
. Caractères positifs : croissance en présence de 3 et de 6 p. cent de NaCl, croissance à 20 °C, à 35 °C et à 42 °C, croissance à pH 10, LDC, ODC, indole, synthèse d'une amylase, d'une chitinase, d'une DNase et d'une gélatinase, hydrolyse des Tweens 20, 40, 60 et 80, acidification du glucose sans gaz, acidification du mannitol et du tréhalose, assimilation du cellobiose et du D-glucuronate.
. Caractères négatifs : croissance en l'absence de NaCl, ADH, synthèse d'une élastase, acidification de l'arabinose et de l'inositol.
. Caractères variables : croissance en présence de 8 et de 10 p. cent de NaCl, croissance à 4 °C, sensibilité au composé vibriostatique O/129 (environ 88 p. cent des souches sont sensibles à une concentration de 150 mg/mL), bioluminescence (plus de 90 p. cent des souches donnent un résultat négatif), ONPG, VP, H2S, production d'une alginase, d'une lécithinase et d'une uréase, dégradation de la tyrosine, acidification de l'arbutine, du cellobiose, du mannitol, du mannose, de la salicine, du sorbitol et du saccharose, assimilation du gamma-aminobutyrate, de la L-citrulline, de l'éthanol, du D-gluconate, de la L-leucine, de la putrescine, du saccharose, de l'urée et du D-xylose.
La culture doit être réalisée sur des milieux additionnés de NaCl (en général à la concentration de 1 ou de 2 p. cent). Vibrio harveyi cultive facilement sur gélose trypticase soja et même sur de simples géloses nutritives. Les colonies obtenues après une incubation de 24 heures à la température du laboratoire sont lisses, convexes, circulaires, généralement à contour régulier et d'un diamètre d'environ 2 à 5 mm. Les boîtes placées à l'obscurité peuvent présenter le phénomène de luminescence. Sur gélose TCBS* (Thiosulfate Citrate Bile salt Sucrose), les colonies sont vertes ou jaunes selon la capacité du germe à acidifier le saccharose.
Un milieu sélectif a été mis au point pour l'isolement de Vibrio harveyi. Ce milieu, appelé VHA (Vibrio harveyi agar)**, se caractérise par un pH de 9, par une forte concentration en NaCl (30 g/L) et par la présence d'ornithine et de cellobiose. La décarboxylation de l'ornithine alcalinise le milieu qui contient des indicateurs de pH (bleu de thymol et bleu de bromothymol) alors que l'acidification du cellobiose abaisse le pH. Après 48 heures d'incubation à 28 °C, les colonies de Vibrio harveyi ont un diamètre de 2 à 5 mm, elles sont le plus souvent à contour régulier et leur couleur est soit bleue (souches cellobiose négative) ou légèrement verte avec un centre vert foncé et parfois entourées d'un halo jaune (souches cellobiose positive).
Habitat et pouvoir pathogène
L'habitat de Vibrio harveyi est constitué par les eaux de mer chaudes, les sédiments marins ainsi que par le tube digestif des animaux marins (vertébrés et invertébrés).
Des infections dues à Vibrio harveyi ont été décrites principalement chez les requins, les crevettes et, plus rarement, des infections ont été décrites chez l'huître perlière (Pinctada maxima) et chez des poissons. Une souche a été isolée en Floride d'une plaie infectée chez un homme mordu à la jambe par un requin.
Des souches de Vibrio harveyi ont été isolées de requins élevés en captivité : requin gris (Carcharhinus plumbeus) et requin-citron (Negaprion brevirostris). Cliniquement, les animaux présentent un état de léthargie, une anorexie, une perte du sens de l'orientation et l'infection s'avère létale. A l'autopsie, on note la présence de lésions de nécrose des reins ainsi que la présence de kystes sous-cutanés contenant un liquide brunâtre. L'examen histologique révèle des lésions de vasculite dans les reins, la rate, le foie et le pancréas, des lésions de méningite et d'encéphalite ainsi que des lésions de nécrose dans les muscles et le tissu conjonctif entourant les kystes.
Expérimentalement, l'injection intrapéritonéale du germe (4 X 106 cellules) provoque la mort de l'aiguillat (Squalus acanthias) en 18 heures alors que le requin-citron (Negaprion brevirostris) est plus résistant (l'apparition de lésions nécessite l'injection intrapéritonéale de 5 X 107 cellules). In vitro, une souche de Vibrio harveyi isolée d'un requin gris, se révèle faiblement toxique pour des cellules de lignée (cellules murines Y1).
Bertone et al. ont décrit une forme clinique différente se traduisant par un ulcère cutané chronique observé chez un requin gris élevé en captivité en Italie.
Vibrio harveyi est à l'origine de pertes importantes dans les élevages de crevettes. La mortalité touche les larves et les stades post-larvaires. L'infection se traduit par une anorexie, un retard de croissance, et un ralentissement de la nage. Les animaux deviennent opaques, éventuellement luminescents (d'où le nom de "luminescent bacterial disease" parfois donné à la maladie) et ils présentent une dégénérescence tissulaire de l'hépatopancréas. De telles infections ont été décrites en Australie, en Équateur, en Inde, en Indonésie, aux Philippines, à Taiwan et en Thaïlande chez différentes espèces de crevettes (Penaeus japonicus, Penaeus monodon et Penaeus vannamei).
Les bactéries isolées des crevettes mortes se révèlent virulentes et sont aptes à reproduire la maladie à des doses variant, selon les souches, de 102 à 105 bactéries par mL d'eau de mer. En revanche, les souches isolées de l'environnement ne sont pas pathogènes à la dose de 106 cellules par mL. Pour Pizzutto et Hirst, les souches pathogènes auraient acquis des facteurs de virulence codés par des plasmides ou des transposons. La synthèse de peptides permettant l'attachement à la chitine, de protéases, de phospholipases, d'hémolysines ou d'autres exotoxines pourrait jouer un rôle dans le pouvoir pathogène. En revanche, la synthèse de chitinase ne semble pas avoir une importance cruciale.
Quelques épizooties de vibriose à Vibrio harveyi ont été décrites chez le snook (Centropomus undecimalis) et chez des poissons d'élevage : mérous taches oranges (Epinephelus coioides), mérous malabares ou grands gueules (Epinephelus malabaricus), chinchards du Japon (Trachurus japonicus), daurades (Sparus auratus).
Les mérous présentent une gastro-entérite et le taux de mortalité est élevé. La maladie peut être reproduite par voie intrapéritonéale et la DL50 a été évaluée à 2,53 X 107 UFC/g.
Le chinchard du Japon fait l’objet d’un élevage et ce poisson est très appréciée sur les tables japonaises. Lorsque la température de l’eau dépasse 25°C, les poissons infectés présentent une nage désordonnée, une pigmentation noire de la peau, une exophtalmie et des hémorragies internes. L’inoculation expérimentale, par voie intrapéritonéale ou par immersion, reproduit la maladie.
Chez la daurade, la maladie a été observée dans des élevages espagnols. La maladie se traduit par la présence d'ulcères, des hémorragies externes, une exophtalmie, des hémorragies oculaires et par une desquamation et une pigmentation noire de la peau. À l'autopsie, on note une pâleur des reins, des hémorragies du foie, une splénomégalie et la présence de tubercules sur la rate. Par voie intrapéritonéale, la DL50 pour des dorades de 5 à 10 grammes varie, selon les souches, de 3,7 à 9,2 X 105 UFC/g.
Orientation bibliographique
ALSINA (M.) et BLANCH (A.R.) : A set of keys for biochemical identification of environmental Vibrio species. J. Appl. Bacteriol. 1994, 76, 79-85.
BALEBONA (M.C.), ZORRILLA (I.), MORIÑIGO (M.A.) et BORREGO (J.J.) : Survey of bacterial pathologies affecting farmed gilt-head sea bream (Sparus aurata L.) in southwestern Spain from 1990 to 1996, Aquaculture, 1998,166, 19-35.
BERTONE (S.), GILI (G.), MOIZO (A.) et CALGARI (L.) : Vibrio carchariae associated with a chronic skin ulcer on a shark, Carcharhinus plumbeus (Nardo). J. Fish Dis., 1996, 19, 429-434.
GRIMES (D.J.), JACOBS (D.), SWARTZ (D.G.), BRAYTON (P.R.) et COLWELL (R.R.) : Numerical taxonomy of Gram-negative, oxidase-positive rods from carcarhinid sharks. Int. J. Syst. Bacteriol., 1993, 43, 88-98.
GRIMES (D.J.), STEMMLER (J.), HADA (H.), MAY (E.B.), MANEVAL (D.), HETRICK (F.M.), JONES (R.T.), STOSKOPF (M.) et COLWELL (R.R.) : Vibrio species associated with mortality of sharks held in captivity. Microb. Ecol., 1984, 10, 271-282.
HARRIS (L.), OWENS (L.) et SMITH (S.) : A selective medium for Vibrio harveyi. Appl. Environ. Microbiol., 1996, 62, 3548-3550.
IWAMOTO (Y.), SUZUKI (Y.), KURITA (A.), WATANABE (Y.), SHIMIZU (T.), OHGAMI (H.) et YANAGIHARA (Y.) : Vibrio trachuri sp. nov., a new species isolated from diseased Japanese horse mackerel. Microbiol. Immunol., 1995, 39, 831-837.
LAVILLA-PITOGO (C.R.), BATICADOS (M.C.L.), CRUZ-LACIERDA (E.R.) et de la PENA (L.D.) : Occurence of luminous bacterial diease of Penaeus monodon larvae in the Philippines. Aquaculture, 1990, 91, 1-13.
LIU (P.C.), LEE (K.K.) et CHEN (S.N.) : Pathogenicity of different isolates of Vibrio harveyi in tiger prawn, Penaeus monodon. Lett. Appl. Microbiol., 1996, 22, 413-416.
LIU (P.C.), LEE (K.K.), YII (K.C.), KOU (G.H.) et CHEN (S.N.) : Isolation of Vibrio harveyi from diseased kuruma prawns Penaeus japonicus. Current Microbiol., 1996, 33, 129-132.
MONTGOMERY (M.T.) et KIRCHMAN (D.L.) : Induction of chitin-binding proteins during the specific attachment of the marine bacterium Vibrio harveyi to chitin. Appl. Environ. Microbiol., 1994, 60, 4284-4288.
PEDERSEN (K.), VERDONCK (L.), AUSTIN (B.), AUSTIN (D.A.), BLANCH (A.R.), GRIMONT (P.A.D.), JOFRE (J.), KOBLAVI (S.), LARSEN (J.L.), TIAINEN (T.), VIGNEULLE (M.) et SWINGS (J.) : Taxonomic evidence that Vibrio carchariae Grimes et al. 1985 is a junior synonym of Vibrio harveyi (Johnson and Shunk 1936) Baumann et al. 1981. Int. J. Syst. Bacteriol., 1998, 48, 749-758.
PIZZUTTO (M.) et HIRST (R.G.) : Classification of isolates of Vibrio harveyi virulent to Penaeus monodon larvae by protein profile analysis and M13 DNA fingerprinting. Dis. Aquat. Org., 1995, 21, 61-68.
ROBERTSON (P.A.W.), CALDERON (J.), CARRERA (L.), STARK (J.R.), ZHERDMANT (M.) et AUSTIN (B.) : Experimental Vibrio harveyi infections in Penaeus vannamei larvae. Dis. Aquat. Org., 1998, 32, 151-155.
THOMPSON (F.L.), HOSTE (B.), VANDEMEULEBROECKE (K.), ENGELBEEN (K.), DENYS (R.) et SWINGS (J.) : Vibrio trachuri Iwamoto et al. 1995 is a junior synonym of Vibrio harveyi (Johnson and Shunk 1936) Baumann et al. 1981. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2002, 52, 973-976.
AVIS JURIDIQUE IMPORTANT : Les informations qui figurent sur ce site sont soumises à une clause de non responsabilité et sont protégées par un copyright.
* : Gélose TCBS : Thiosulfate Citrate Bile salt Sucrose
Extraits de levure : 0,5 p. cent (poids/volume)
Peptone : 1,0 p. cent (poids/volume)
Thiosulfate de sodium : 1,0 p. cent (poids/volume)
Citrate de sodium : 1,0 p. cent (poids/volume)
Bile de boeuf : 0,8 p. cent (poids/volume)
Saccharose : 2,0 p. cent (poids/volume)
NaCl : 1,0 p. cent (poids/volume)
Citrate de fer : : 0,1 p. cent (poids/volume)
Bleu de bromothymol : 0,004 p. cent (poids/volume)
Bleu de thymol : 0,004 p. cent (poids/volume)
Agar : 1,4 p. cent (poids/volume)
pH : 8,6
Porter à ébullition pour dissoudre les ingrédients. Ne pas autoclaver.
D-cellobiose : 2 g
L-ornithine : 2 g
NaCl : 30 g
Tris[hydroxyméthyl]aminoéthane : 1,21 g
Agar : 20 g
K2HPO4 : 0,075 g
Bleu de thymol : 0,04 g
Bleu de bromothymol : 0,04 g
Bacto peptone : 0,1 g
Extraits de levure : 0,1 g
Eau distillée : 1000 mL
Porter à ébullition jusqu'à dissolution complète de l'agar. Refroidir à 56 °C et ajuster le pH à 9,0 avec de la soude 1 M. Couler en boîte de Pétri. Le milieu a une couleur bleue azur.
Ne pas autoclaver.