J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 07 octobre 2005
VIBRIO PARAHAEMOLYTICUS
Autres dénominations : "Pasteurella parahaemolytica", "Pseudomonas enteritis", "Oceanomonas parahaemolytica", Beneckea parahaemolytica.
Voir aussi le fichier : ¤ "Vibrionales", Vibrionaceae, Vibrio.
Systématique
L'histoire de Vibrio parahaemolyticus commence les 20 et 21 octobre 1950 à Osaka lors d'une toxi-infection alimentaire collective, due à la consommation d'anchois japonais* (Engraulis japonica). Sur 272 patients atteints de gastro-entérite, 20 devaient décéder. Fujino et al. isolent des anchois une bactérie mobile évoquant Vibrio cholerae. Toutefois, cette bactérie ne réagit pas avec un antisérum anti-Vibrio cholerae, elle n'est pas incurvée et elle présente une coloration bipolaire. Sur une gélose au sang, le germe était hémolytique. Pour toutes ces raisons, cette bactérie a été placée dans le genre Pasteurella avec l'appellation de "Pasteurella parahaemolytica" (pour Fujino et al., le germe semblait proche de Pasteurella haemolytica = ¤ Mannheimia haemolytica). Ultérieurement, "Pasteurella parahaemolytica" a été isolée des fèces des malades.
En 1951, lors d'une toxi-infection alimentaire collective survenue à l'hôpital de Yokohama, Takikawa isole un germe semblable à "Pasteurella parahaemolytica". Cet auteur montre qu'il est halophile et il conclut que la bactérie doit être placée dans le genre Pseudomonas ("Pseudomonas enteritis").
En 1961, Miyamoto et al. considèrent que la fermentation du glucose est incompatible avec un Pseudomonas spp. et ils transfèrent le germe dans le nouveau genre "Oceanomonas" ("Oceanomonas parahaemolytica").
En 1963, Sakazaki et al. étudient 1072 souches de "Oceanomonas parahaemolytica" et ils placent ce micro-organisme dans le genre Vibrio. Au sein de l'espèce Vibrio parahaemolyticus, ces auteurs individualisent deux biovars, le biovar 1 ou Parahaemolyticus (ne produisant pas d'acétoïne et incapable de cultiver en présence de 10 p. cent de NaCl) et le biovar 2 ou Alginolyticus (produisant de l'acétoïne et cultivant en présence de 10 p. cent de NaCl).
En 1971, Baumann et al. transfèrent Vibrio parahaemolyticus, ainsi que d'autres vibrions isolés de l'eau de mer, dans le genre Beneckea**.
En 1974, la huitième édition du "Bergey's Manual of Determinative Bacteriology" décrit Vibrio parahaemolyticus et reconnaît l'existence des biovars Parahaemolyticus et Alginolyticus.
En 1975, le sous-comité de taxonomie des Vibrio recommande d'élever chacun des ces biovars au rang d'espèce et, ultérieurement, les résultats des hybridations ADN-ADN confirmeront l'individualisation des espèces Vibrio parahaemolyticus et Vibrio alginolyticus.
Le 01 janvier 1980 les Approved Lists of Bacterial Names retiennent les nomenclatures de Vibrio parahaemolyticus et de Beneckea parahaemolytica.
Dans les Approved Lists, Vibrio parahaemolyticus (Fujino et al. 1951) Sakazaki et al. 1963 et Beneckea parahaemolytica (Fujino et al. 1951) Baumann et al. 1971 sont des synonymes homotypiques (ces taxons possèdent la même souche type).
En 1981, Baumann et al. transfèrent toutes les espèces du genre Beneckea dans le genre Vibrio. Cette proposition a été largement acceptée par les bactériologistes et les nomenclatures de Beneckea et de Beneckea parahaemolytica ne sont pratiquement plus utilisées.
Caractères bactériologiques
Vibrio parahaemolyticus présente les caractères généraux du genre Vibrio.
Les souches de cette espèce sont constituées de bacilles droits, parfois incurvés, polymorphes, se présentant de manière isolée ou parfois groupés en courtes chaînes, à Gram négatif (les formes jeunes ont souvent une coloration bipolaire), mobiles grâce à un flagelle polaire entouré d'une gaine, présentant des flagelles latéraux après culture sur un milieu solide, non sporulés, non luminescents, capsulés, présentant des pili, halophiles, aéro-anaérobies, oxydase positive, catalase positive, possédant un métabolisme oxydatif et fermentatif et acidifiant le glucose sans production de gaz.
Les caractères biochimiques présentés ci-dessous sont extraits du Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, Volume 2, Part C (Farmer III et al. 2005). Sauf indications contraires, les résultats ont été obtenus après 48 heures d'incubation à 36 °C et 1 p. cent de NaCl a été rajouté aux milieux pour la réalisation des tests indole, rouge de méthyle, VP, ADH, LDC, ODC et hydrolyse de la gélatine.
. Quatre-vingt-quinze p. cent des souches ou plus donnent une réponse positive aux tests réduction des nitrates, indole, LDC, ODC, hydrolyse de l'amidon, de la chitine, de la gélatine, fermentation du maltose, du D-mannitol, du D-mannose et du tréhalose.
. Quatre-vingt-quinze p. cent des souches ou plus donnent un résultat négatif pour les tests VP, ADH, ONPG, phénylalanine désaminase, citrate de Simmons, utilisation du malonate, acidification du mucate, production d'hydrogène sulfuré (milieu TSI), hydrolyse de l'alginate, hydrolyse de l'esculine, utilisation de l'acétate, fermentation de l'adonitol, du D-arabitol, du cellobiose, du dulcitol, de l'érythritol, du D-galacturonate, du myo-inositol, du lactose, du mélibiose, de l'alpha-méthyl-D-glucoside, du raffinose, du L-rhamnose, de la salicine, du L-sorbitol, du saccharose et du D-xylose.
. Entre 15 et 94 p. cent des souches donnent un résultat positif pour les tests rouge de méthyle, hydrolyse de l'urée, croissance dans un milieu au KCN, tartrate de Jordan, DNase (25 °C), lipase, string test***, résistance au O/129, fermentation du L-arabinose, du D-galactose et du glycérol.
Vibrio parahaemolyticus possède un temps de génération très court. Dans un bouillon il peut être de 8 à 9 minutes mais, pour la majorité des souches, il varie de 10 à 14 minutes. Dans les denrées alimentaires, le temps de génération est de l'ordre de 12 à 18 minutes.
Vibrio parahaemolyticus ne pousse pas dans des milieux dont la concentration en NaCl est inférieure à 0,4 p. cent ou égale ou supérieure à 10 p. cent.
Quatre-vingt p. cent des souches cultivent pour des concentrations en NaCl de 0,4 ou de 0,5 p. cent et toutes les souches cultivent pour des concentrations en NaCl égales ou comprises entre 1 et 6 p. cent. Quatre vingt pour cent d'entre elles cultivent en présence de 8 p. cent de NaCl.
Vibrio parahaemolyticus cultive à des pH compris entre 5 et 11 (pH optimal de 7,5 à 8). La capacité de cette bactérie à croître à des pH alcalins est mise à profit pour la réalisation de milieux sélectifs et d'enrichissement.
À un pH voisin de la neutralité, aucune croissance n'est obtenue à 4 ou à 45 °C, mais le germe cultive pour des températures comprises entre 9 et 44 °C (optimum compris entre 35 et 37 °C). Dans un milieu alcalin, une faible croissance est observée à une température de 5 °C.
Comme la plupart des espèces du genre Vibrio, Vibrio parahaemolyticus cultive sur de nombreux milieux à la condition qu'ils contiennent au moins 1 p. cent de NaCl. Après 18 à 24 heures d'incubation, les colonies obtenues sur une gélose cœur-cervelle ont un diamètre de 2 à 4 mm, elles sont convexes, lisses, circulaires, à contour régulier. Les souches produisant beaucoup de polysaccharides capsulaires donnent des colonies opaques alors que les souches produisant peu de polysaccharides capsulaires donnent des colonies transparentes.
L'étude des antigènes O et K est mise à profit pour le sérotypage des souches. Les souches isolées de l'homme présentent au moins 13 antigènes O et 71 antigènes K différents. La diversité antigénique des souches est plus importante, mais le "Committee on the serological typing of Vibrio parahaemolyticus" a décidé de ne pas prendre en compte les antigènes présents chez les souches isolées de l'environnement.
Le flagelle polaire et les flagelles latéraux sont de nature antigénique différente. Toutefois, ces antigènes sont communs à toutes les souches et ils ne présentent aucun intérêt pour le sérotypage.
Habitat et pouvoir pathogène
Habitat
Vibrio parahaemolyticus est présent dans l'environnement marin (notamment dans les eaux côtières et les eaux des estuaires) où il est isolé d'eaux dont la température est supérieure à 10 °C. Sa multiplication est favorisée par une température supérieure à 20 °C et une salinité modérée (15 à 25 g par litre).
Le nombre de germes augmente ou chute en fonction de la température de l'eau. Lorsque celle-ci est inférieure à 10 °C, l'isolement de Vibrio parahaemolyticus est difficile car les germes rentrent dans un état viable non cultivable. Les cellules prennent alors un aspect coccoïde et, au microscope électronique, elles présentent des cloques et elles ont un aspect ridé. La réversion vers les formes normales est favorisée par une augmentation graduelle de la température.
Un autre facteur pouvant expliquer la diminution du nombre de bactéries dans les eaux froides est lié à la prédation par les bactéries du genre Bdellovibrio. En effet, le pouvoir lytique des Bdellovibrio spp. vis-à-vis de Vibrio parahaemolyticus est important dans les eaux froides et il devient pratiquement nul dans une eau à 35 °C.
L'isolement de Vibrio parahaemolyticus à partir d'eau douce ou d'eau de mer récoltée au large des côtes est rare. Dans l'eau douce le germe est associé à des particules organiques, il ne peut être isolé que durant les mois chauds et sa densité est toujours faible [moins de 5 UFC (unités formant colonies) par litre]. Au large des côtes, la plus forte salinité de l'eau, le manque de nutriment et une basse température ne sont pas favorables à sa survie.
La répartition géographique est vaste et Vibrio parahaemolyticus a été isolé des eaux côtières de très nombreux pays répartis dans les cinq continents.
En France, cette espèce a été mise en évidence dans les estuaires et les eaux côtières de la Mer du Nord, de la Manche, de l'Atlantique et de la Méditerranée.
Vibrio parahaemolyticus se trouve à l'état libre dans l'eau ou associé au zooplancton et à la végétation marine. Les coquillages (huîtres, moules, clams, coquilles Saint-Jacques ...) se contaminent par filtration de l'eau et le germe est présent dans l'intestin et les tissus. Vibrio parahaemolyticus colonise également des mollusques gastéropodes (bigorneaux, ormeaux, Clithon corona, Clithon retropictus, Heminerita japonica, Nerita albicilla ...), des crustacés (crevettes, crabes, araignées de mer, homards ...), des céphalopodes (calamars, encornets) et il est isolé de l'intestin de nombreux poissons (anchois, sardines, anguilles, sigans pintades, mérous aréolés, mulets, tilapias, maquereaux, Aphanius iberus, Leiognathus sp., Cynoglossus sp. Epinephelus sp. ...).
Lorsque la température de l'eau est favorable à sa multiplication, un gramme de broyat d'huîtres ou de crabes peut renfermer plus de 103 bactéries.
Une morbidité et une mortalité élevées ont été associées à la présence de Vibrio parahaemolyticus chez les mollusques bivalves, les crevettes, les crabes, les ormeaux et les poissons (Epinephelus coioides, Aphanius iberus).
Cependant, le pouvoir pathogène de cette espèce s'exerce principalement vis-à-vis de l'homme.
Infections intestinales
Les infections intestinales sont liées à la consommation de coquillages (notamment des huîtres), de crustacés (notamment des crabes) ou de poissons crus ou insuffisamment cuits. Les malades présentent une diarrhée aqueuse, des crampes abdominales, des nausées, des vomissements, des maux de tête et, dans environ la moitié des cas, une fièvre modérée. Dans les formes les plus graves, on note la présence de sang dans les selles et un ténesme. La maladie se déclare en moyenne 12 à 24 heures après l'ingestion d'un aliment contaminé (extrêmes de 3 à plus de 72 heures) et elle persiste 3 à 5 jours (la persistance des symptômes est cependant supérieure à 7 jours chez 10 à 20 p. cent des malades). L'évolution est généralement bénigne, mais environ 10 p. cent des malades sont hospitalisés et le taux de mortalité peut atteindre 2 p. cent.
Ces toxi-infections alimentaires ont été décrites sur les cinq continents. Au japon elles représentent environ 70 p. cent des gastro-entérites survenant durant les mois d'été (summer diarrhea) et elles succèdent le plus souvent à l'ingestion de poissons crus ou insuffisamment cuits. Dans les autres pays, l'incidence est plus faible (environ 2 à 36 p. cent des toxi-infections alimentaires) et les aliments les plus souvent incriminés sont les coquillages et les crustacés. Comme au Japon, l'incidence est plus forte durant les mois chauds.
La première grande anadémie décrite aux USA (320 personnes malades) a résulté de la consommation de boîtes de crabe mal stérilisées. La plus importante anadémie décrite aux USA a concerné 1133 personnes ayant consommé des crevettes lors d'une réception. Les crevettes avaient été transportées dans une caisse en bois, elles avaient été bouillies puis remises dans le même emballage où elles sont restées 7 à 8 heures sans réfrigération.
En février 1996, un nombre de cas anormalement élevé a été noté chez des individus hospitalisés à Calcutta. Une analyse des souches a révélé la présence d'un clone particulier appartenant au sérovar O3:K6. Ultérieurement, d'autres clones, aptes à provoquer des pandémies et appartenant aux sérovars O1:K25, O1:K41, O4:K12, O4:K68, O6:K18 et O1:KUT (UT pour untypable) ont été identifiés. Les analyses génétiques (ribotypage, AP-PCR, électrophorèse en champ pulsé, séquençage du gène toxRS ...) montrent que ces clones dérivent du clone O3:K6. Tous ces clones possèdent le gène tdh, mais ils sont dépourvus du gène trh (Cf. infra).
Les clones responsables de pandémies ont été identifiés à Taiwan, au Laos, au Japon, en Thaïlande, au Bangladesh, au Viêt-nam, en Corée, aux USA, au Canada, au Chili, en Russie, au Mozambique, en Afrique de l'est et en Europe (notamment en France et en Espagne).
Les clones responsables de pandémies ne sont pas mieux adaptés à une survie dans le milieu extérieur et ils ne produisent pas plus de toxine TDH (Cf. infra) que les souches normales. Cependant, ils hébergent un phage filamenteux (soit le phage f237 soit le phage VfO4K68 qui dérive du phage f237 par délétion d'une séquence de 1893 pb) dont la séquence ORF8 code pour une protéine responsable d'une adhésion aux cellules et d'un pouvoir cytotoxique élevé.
Infections extra-digestives
Au début des années 1970, plusieurs publications ont fait état d'infections extra-intestinales à Vibrio parahaemolyticus. Ces publications sont à considérer avec précaution car la majorité de ces infections pourrait être due à ¤ Vibrio vulnificus (Beneckea vulnifica), espèce caractérisée en 1979. Toutefois, depuis les années 1980, plusieurs cas d'infections extra-intestinales à Vibrio parahaemolyticus ont été décrits.
Les infections des plaies sont considérées comme rares mais, entre 1988 et 1997, 118 cas dont trois mortels ont été déclarés aux CDC d'Atlanta par les états du Golfe du Mexique. À la suite de l'ouragan Katrina (août 2005), au moins trois cas d'infections des plaies, dont deux cas mortels, ont été rapportés chez des individus vivant en Louisiane et au Mississippi.
Ces infections résultent de la contamination de plaies préexistantes par de l'eau de mer ou de blessures occasionnées par la manipulation de coquillages, de crustacés ou de poissons. La mortalité est plus importante chez les patients présentant un diabète, un alcoolisme chronique ou une maladie hépatique. Elles se traduisent par une douleur localisée, un œdème, un érythème et parfois par la formation de bulles remplies d'un liquide hémorragique. La durée moyenne d'évolution est de sept jours et environ 61 p. cent des malades doivent être hospitalisés.
Des septicémies, consécutives à la consommation de produits de la mer ou à une infection des plaies, sont observées chez des malades présentant souvent une pathologie sous-jacente (alcoolisme, diabète, maladies hépatiques, neutropénie).
Des infections oculaires et des otites, consécutives à des baignades sont également décrites. Exceptionnellement, on note des infections urinaires et des péritonites (consécutives à une chirurgie intestinale chez des patients ayant préalablement consommés des produits de la mer).
Facteurs de pathogénicité
Attachement
L'adhésion aux cellules intestinales est considérée comme une étape essentielle dans la pathogénie des bactéries entéropathogènes. Cependant, les facteurs d'adhésion de Vibrio parahaemolyticus sont encore mal connus.
Les souches de Vibrio parahaemolyticus présentent des pili dont l'antigénicité varie selon les souches. Les pili purifiés des souches LVP9, Na2 et Ha7 adhèrent aux cellules intestinales de lapin et ils permettent l'adhésion des bactéries à ces cellules. Le traitement préalable des souches avec des anticorps spécifiques abolit cette adhésion.
Les souches de Vibrio parahaemolyticus présentent une hémagglutinine associée à la cellule et désignée sous le sigle cHA (cell-associated hemagglutinin). La protéine cHA, formée de quatre sous-unités identiques d'un poids moléculaire de 26 kDa, est détruite par un chauffage de 10 minutes à 60 °C. Elle permet aux germes d'adhérer aux entérocytes de lapin au niveau d'un récepteur contenant du D-mannose (l'adhésion est inhibée par le D-mannose).
La capsule joue un rôle dans l'adhésion car les souches produisant de grandes quantités de polysaccharides capsulaires adhèrent plus fortement aux cellules intestinales humaines Int-407.
La présence de bile stimule la synthèse d'antigènes capsulaires et la bile présente dans l'intestin pourrait contribuer à l'adhésion des souches de Vibrio parahaemolyticus aux cellules intestinales.
Les clones responsables de pandémies possèdent une séquence génétique particulière (la séquence ORF8 du phage f237) qui coderait pour une protéine d'adhésion.
Toxine TDH (Thermostable Direct Hemolysin)
Les souches de Vibrio parahaemolyticus peuvent hémolyser les hématies humaines ou de lapins lorsqu'elles sont cultivées sur le milieu de Wagatsuma**** qui favorise l'expression du pouvoir hémolytique. Après 18 à 24 heures d'incubation à 37 °C, une zone d'hémolyse très nette est alors visible autour et en dessous des colonies. Ces souches sont dites Kanagawa-positives.
Dans le milieu extérieur, les souches Kanagawa-positives sont rares et représentent de 0,2 à 2 p. cent des souches isolées alors qu'elles sont majoritairement isolées des selles de patients atteints de gastro-entérites. Cette discordance s'expliquerait par une meilleure multiplication des souches Kanagawa-positives dans l'intestin. Après ingestion d'un aliment contaminé, les souches Kanagawa-positives seraient ainsi sélectionnées. Il est également possible que les souches Kanagawa-négatives survivent mieux dans le milieu extérieur où elles seraient donc plus abondantes.
À la fin des années 1960 et au début des années 1970, des études réalisées chez des volontaires montraient que l'ingestion de 2 x 105 à 3 x 107 UFC d'une souche Kanagawa-positive reproduisait la maladie alors que l'ingestion de 1,6 x 1010 UFC d'une souche Kanagawa-négative ne provoquait aucun symptôme. Pendant de nombreuses années, on a estimé que le pouvoir pathogène était exclusivement lié aux souches Kanagawa-positives. Dans la réalité, la situation est plus complexe car des toxi-infections alimentaires dues à des souches Kanagawa-négatives ont été décrites (Cf. infra).
Les souches Kanagawa-positives produisent une hémolysine, la toxine TDH pour Thermostable Direct Hemolysin.
La résistance à la chaleur de cette toxine est complexe. En effet, elle est inactivée par un chauffage à 60-70 °C, mais elle est réactivée lorsque la chaleur dépasse 80 °C. Ce paradoxe, connu sous le nom d'effet Arrhenius, est lié à des changements de conformation des chaînes protéiques.
La toxine native est transformée en une toxine inactive (TDHi) par un chauffage à 60 °C. La toxine TDHi présente alors une structure fibrillaire et elle ne peut pas redonner une toxine native même en abaissant la température. En poursuivant le chauffage, la toxine présente une structure dépourvue de repliements et elle se transforme en toxine TDHu (u pour unfolded). Un refroidissement rapide de la toxine TDHu redonne naissance à une toxine native. En revanche, un refroidissement lent de la toxine TDHu conduit à l'obtention de toxine TDHi.
Ce mécanisme explique sans doute les différences notées dans la littérature en ce qui concerne la thermostabilité de la toxine TDH (les chiffres varient de quelques minutes à 100 °C à plus de 30 minutes à 100 °C) car interviennent au moins deux facteurs : la température et la vitesse du refroidissement.
L'activité hémolytique de la toxine TDH varie selon l'origine des hématies. Les hématies les plus sensibles sont celles de cobayes suivies par les hématies de lapin, d'homme, de singe, de souris, de chien et de rat. Les hématies de cheval sont résistantes.
La toxine TDH est constituée de deux sous-unités identiques, de 189 acides aminés, possédant un pont disulfure proche de l'extrémité COOH-terminale et dont le poids moléculaire est de 21 kDa. Chacune des sous-unités de la toxine TDH est codée par les gènes tdh. Il existe au moins cinq gènes tdh présentant de fortes homologies de séquence.
Les souches produisant de fortes quantités de toxine TDH hébergent dans leur chromosome les gènes tdh1 et tdh2. Les deux gènes contribueraient au phénotype Kanagawa positif, mais le gène tdh2 est plus fortement exprimé et serait responsable de la synthèse de plus de 90 p. cent de la quantité de toxine.
Les gènes tdh3, tdh4 (porté par un plasmide) et tdh5 ont été mis en évidence chez des souches faiblement ou non hémolytiques. L'absence de phénotype hémolytique lié à la présence des gènes tdh3, tdh4 et tdh5 est liée à un défaut de transcription. La quantité de toxine produite par une souche est sous le contrôle d'un gène régulateur comparable au gène toxRS de Vibrio cholerae. Ce gène cordonne la régulation des gènes de virulence, il induit l'expression du gène tdh2 alors que son action est faible sur le gène tdh1 et nulle sur les gènes tdh3, tdh4 et tdh5.
Lorsqu'elle est administrée à des cobayes à la dose de 2,5 µg, la toxine TDH augmente la vasoperméabilité et elle provoque un œdème, un érythème et une induration de la peau. L'injection intraveineuse de 5 µg de toxine purifiée est létale pour la souris, mais l'administration par voie intrapéritonéale ne conduit qu'à l'apparition de crampes abdominales. La toxine TDH est aussi douée d'une activité cardiotoxique expliquant que chez certains malades on note des perturbations de l'électrocardiogramme (l'onde T est réduite et la durée de l'onde P est augmentée).
L'administration de la toxine par voie orale à des souriceaux nouveau-nés provoque une diarrhée voire même la mort des animaux lorsque la quantité de toxine ingérée est d'environ 50 µg.
Une accumulation de liquide est obtenue par injection dans une anse ligaturée d'iléon de lapin, de souris ou de rat. Chez le lapin, cet effet est observé après l'injection de 200 µg de toxine et une dose de 100 µg n'a aucun effet. À titre de comparaison, 0,2 µg de toxine cholérique suffisent à obtenir une accumulation de liquide dans une anse ligaturée d'iléon de lapin.
Le récepteur de la toxine est le ganglioside GT1b et la toxine stimulerait une sécrétion par des mécanismes conduisant à une augmentation du taux de Ca++ dans le cystosol (un mécanisme similaire a été décrit pour la toxine STb de Escherichia coli). Les différentes étapes pourraient être les suivantes : 1) la toxine se fixe à son récepteur membranaire qui active une protéine G, stimulant l’ouverture d’un canal et l’entrée du Ca++ extracellulaire dans la cellule ; 2) le Ca++ intracellulaire active la calmoduline, une protéine complexant le Ca++, qui à son tour active la kinase II ; 3) la kinase II activée catalyse la phosphorylation de certaines protéines, telles que des protéines membranaires de transport des ions.
Toxine TRH (TDH-related hemolysin)
A partir du milieu des années 1980, des souches Kanagawa-négatives ont été isolées de cas de gastro-entérites. En 1988, Honda et al. montrent qu'une souche Kanagawa-négative synthétise une toxine apparentée à la toxine TDH.
La toxine TRH (TDH-related hemolysin), codée par les gènes trh (trh1 et trh2) est voisine, mais non identique, à la toxine TDH :
. La toxine TRH est plus thermosensible que la toxine TDH (elle est inactivée de manière irréversible par un chauffage de 10 minutes à 60 °C).
. Les gènes trh codent pour une protéine de 189 acides aminés, possédant un pont disulfure à son extrémité carboxy-terminale et présentant environ 62,4 p. cent d'homologie de séquence avec les sous-unités de la toxine TDH.
. Les gènes trh possèdent environ 68,5 p. cent d'homologie avec les gènes tdh.
. Comme la toxine TDH, la toxine TRH provoque une accumulation de liquide dans une anse ligaturée d'iléon de lapin.
Les gènes trh ont été mis en évidence chez environ 35 p. cent des souches isolées de cas cliniques, dont 24 p. cent de souches dépourvues de gènes tdh. La toxine TRH pourrait jouer un rôle important dans le pouvoir pathogène et elle expliquerait la survenue de diarrhées chez des patients dont les selles ne renferment que des souches Kanagawa-négatives.
Les souches responsables de pandémies, dépourvues de gènes trh, ne synthétisent pas de toxine TRH.
Autres hémolysines
Une hémolysine thermolabile de 398 acides aminés, désignée par les sigles TLH (thermolabile haemolysin) ou LDH (lecithin-dependent haemolysin), a été mise en évidence chez les souches de Vibrio parahaemolyticus, isolées ou non de cas cliniques. Son rôle dans la pathogénicité est inconnu.
Il en va de même pour une hémolysine thermostable de 203 acides aminés, désignée sous le sigle de d -VPH (Vibrio parahaemolyticus haemolysin) qui est également synthétisée par toutes les souches de Vibrio parahaemolyticus.
Altération de la perméabilité intestinale
Environ 5,6 p. cent des souches isolées de cas cliniques, ne produisent ni toxine TDH ni toxine TRH.
Lynch et al. ont montré que les souches de Vibrio parahaemolyticus provoquent (i) une réorganisation du cytosquelette des cellules Caco-2 (cellules venant d'un adénocarcinome du colon de l'homme), (ii) une répartition anormale des occludines et des protéines ZO-1 (zonula occludens 1) et (iii) une rupture des jonctions serrées (tight junctions) ce qui conduit à une altération de la perméabilité de l'intestin.
Pour une information sur les jonctions serrées, sur les protéines des jonctions serrées et sur leurs rôles, voir l'article de Ahmed Zahraoui, disponible sur Internet (A. Zahraoui, Médecine sciences, Volume 20, numéro 5, Mai 2004).
Cette altération de la perméabilité intestinale est indépendante de la production des toxines TDH et TRH et elle ne peut pas être obtenue par l'administration de toxine TDH, même à forte dose. Ces observations suggèrent que d'autres facteurs de pathogénicité, encore non caractérisés, sont synthétisés par les souches de Vibrio parahaemolyticus.
Captation du fer
Dans un milieu gélosé, la croissance de Vibrio parahaemolyticus est stimulée par l'addition de ferritine, de transferrine, de lactoferrine, d'hémine, d'hémoglobine ou de citrate de fer ammoniacal.
Dans un environnement carencé en fer, les souches de Vibrio parahaemolyticus synthétisent un sidérophore de type polyhydroxycarboxylate, la vibrioferrine, et elles expriment deux protéines de membrane externe de 78 et de 83 kDa. La protéine de 78 kDa est le récepteur membranaire de la vibrioferrine et la protéine de 83 kDa est capable de fixer l'hémine ou l'hémoglobine.
La vibrioferrine permet aux bactéries de capter 30 p. cent du fer lié à la transferrine, par contre elle ne permet pas la captation du fer lié à la lactoferrine.
Des mutants incapables de produire de la vibrioferrine se révèlent moins virulents pour des souris adultes ou des souriceaux nouveau-nés et leur adhérence aux cellules intestinales est diminuée.
D'autres systèmes de fixation du fer existent car les mécanismes décrits ci-dessus ne permettent pas la captation du fer lié à la lactoferrine alors que celle ci stimule la croissance du germe.
La recherche du germe dans les selles ou dans le milieu extérieur ou dans les aliments fait appel à un enrichissement dans une eau peptonée alcaline (eau peptonée à pH 8,6 et contenant 3 p. cent de NaCl) ou dans un bouillon sélectif (voir la note *****), suivi d'un isolement sur l'un des milieux sélectifs présentés dans la note *****. Les milieux sélectifs les plus utilisés sont une gélose TCBS ou une gélose BTP-Teepol.
Lors de contamination des plaies, le prélèvement est cultivé en parallèle sur un milieu non sélectif, par exemple une gélose au sang, et sur un milieu sélectif (voir la note *****), généralement une gélose TCBS ou une gélose BTP-Teepol.
Lors de septicémies, les milieux classiquement utilisés pour les hémocultures permettent la croissance de Vibrio parahaemolyticus.
L'identification biochimique des Vibrio spp. devrait nécessiter la réalisation d'au moins 25 tests : résistance au O/129, oxydase, réduction des nitrates, ONPG, indole (recherche effectuée dans un bouillon cœur-cervelle contenant 1 p. cent de NaCl), production d'acétoïne (recherche effectuée dans un milieu de Barrit contenant 1 p. cent de NaCl), LDC, ODC et ADH (recherches effectuées dans des milieux de Moeller contenant 1 p. cent de NaCl), lipase, acidification du glucose avec recherche de la production de gaz, acidification du L-arabinose, du D-arabitol, du cellobiose, du lactose, du maltose, du mannitol, du saccharose, de la salicine, croissance en présence de 0, 1, 6, 8, 10 et 12 p. cent de NaCl.
Vibrio parahaemolyticus est une espèce LDC positive et ADH négative. Les principaux caractères permettant de différencier Vibrio parahaemolyticus d'autres espèces du genre Vibrio présentant ou pouvant présenter des caractères similaires sont donnés dans le tableau I.
Les systèmes commercialisés, prêts à l'emploi, ne sont pas toujours en mesure d'identifier correctement des souches typiques de Vibrio parahaemolyticus. Une étude portant sur 30 souches montre que les pourcentages de souches correctement identifiées sont de 96,6 pour le système "API 20E", de 83,3 pour le système "Crystal E/NF", de 83,3 pour le système "MicroScan Neg ID2", de 40 pour le système "MicroScan Rapid Neg ID3", de 96,6 pour le système "Vitek GNI+" et de 90 pour le système "Vitek ID-GNB".
La recherche des antigènes O et K est réservée aux laboratoires de référence et elle est utilisée pour les enquêtes épidémiologiques. L'antigène K doit être détruit par chauffage à 100 °C avant de rechercher les spécificités antigéniques O.
Plusieurs tests de PCR ont été décrits, mais ils ne sont pas toujours spécifiques de Vibrio parahaemolyticus. Toutefois, l'amplification du gène tl (codant pour la toxine TLH) ou l'amplification de la séquence R27H (fonction inconnue) donnent des résultats à la fois sensibles et spécifiques.
L'utilisation d'amorces spécifiques permet d'amplifier les gènes tdh et/ou trh et de caractériser les souches productrices de toxine TDH et/ou TRH.
L'opéron toxRs des clones responsables de pandémies diffère de celui souches "normales" par 7 bases. Ce polymorphisme a été mis à profit dans un test PCR spécifique des souches pandémiques (GS-PCR pour Group Specific PCR).
La séquence de la protéine HU-alpha (protéine histone-like) des souches pandémiques diffère de la séquence des souches "normales" dans son extrémité COOH-terminale. Le gène codant pour la protéine HU-alpha des souches pandémiques possède une insertion de 16-kpb à l'extrémité 3' terminale qui est mise à profit dans un tests PCR spécifique des souches pandémiques.
La caractérisation de la séquence ORF8 permet également de caractériser les clones responsables de pandémie, même si cette séquence est absente de certains clones.
Sensibilité aux antibiotiques
Il est difficile de donner un aperçu de la sensibilité aux antibiotiques des souches de Vibrio parahaemolyticus car elle varie selon les pays et, pour un même pays, des modifications sont observées au cours du temps (en 1995, neuf souches isolées aux Philippines étaient sensibles à la céfalotine ; en 2001, 94 p. cent des 35 souches isolées dans ce pays étaient résistantes à cet antibiotique). De plus, la concentration en NaCl des milieux utilisés est susceptible de modifier les résultats soit en agissant sur la perméabilité membranaire soit en entravant le diffusion des antibiotiques. Selon Ottaviani et al., la concentration en NaCl doit toujours être inférieure à 4 p. cent et ces auteurs préconisent l'utilisation d'un milieu de Mueller-Hinton contenant 1 p. cent de NaCl.
La majorité des souches est sensible à l'imipénème, au méropénème, au chloramphénicol, à la gentamicine, à la nitrofurantoïne, à la tétracycline, à la doxycycline, à l'association triméthoprime-sulfaméthoxazole et aux fluoroquinolones. Une résistance est observée vis-à-vis de la pénicilline, de l'ampicilline, de la carbénicilline, de la clindamycine, de la lincomycine, de la colistine et de l'érythromycine.
Les résultats obtenus par Farmer III et Hickman-Brenner et portant sur 144 souches sont les suivants :
Pénicilline G : 0 p. cent de souches sensibles
Ampicilline : 12 p. cent de souches sensibles
Carbénicilline : 1 p. cent de souches sensibles
Céfalotine : 17 p. cent de souches sensibles
Colistine : 11 p. cent de souches sensibles
Tétracycline : 98 p. cent de souches sensibles
Sulfadiazine : 3 p. cent de souches sensibles
Chloramphénicol : 100 p. cent de souches sensibles
Streptomycine : 17 p. cent de souches sensibles
Kanamycine : 37 p. cent de souches sensibles
Gentamicine : 97 p. cent de souches sensibles
Acide nalidixique : 97 p. cent de souches sensibles.
Une étude plus récente, portant sur 35 souches isolées en 2001 aux Philippines, montre (i) que toutes les souches sont sensibles à l'association triméthoprime-sulfaméthoxazole et à la norfloxacine ; (ii) que toutes les souches résistent à l'ampicilline ; et (iii) que la sensibilité est variable vis-à-vis du chloramphénicol (85 p. cent de souches sensibles), de la tétracycline (91 p. cent de souches sensibles), de la céfalotine (6 p. cent de souches sensibles), de la ceftriazone (86 p. cent de souches sensibles) et de la ciprofloxacine (89 p. cent de souches sensibles).
Prophylaxie
En zones contaminées, seule une prophylaxie sanitaire peut prévenir les infections humaines : éviter la consommation de coquillages, de crustacés et de poissons crus ou insuffisamment cuits, éviter la contamination croisée d'autres denrées alimentaires (lavage des mains après la manipulation de produits de la mer, absence de contact entre les denrées alimentaires et les coquillages ou les poissons crus), conserver au froid les produits de la mer, éviter les bains lors de blessures préexistantes, manipuler avec précaution les poissons et les coquillages.
La détection des coquillages, des crustacés et des poissons contaminés, suivie de l'interdiction de leur vente, diminuent les risques liés à la consommation des produits de la mer. La présence de Vibrio parahaemolyticus n'étant pas corrélée à une contamination fécale, ce dépistage nécessite la recherche spécifique du germe.
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Les anchois à l'origine de la toxi-infection alimentaire collective avaient été bouillis dans de l'eau salée et consommés après une dessiccation partielle.
Le genre Beneckea a été proposé dans la septième édition du Bergey's Manual of Determinative Bacteriology. Ce genre incluait six espèces, Beneckea labra, Beneckea ureasophora, Beneckea chitinovora, Beneckea hyperoptica, Beneckea indolthetica et Beneckea lipophaga. Le genre Beneckea était défini comme un genre regroupant des bactéries à Gram négatif, isolées de l'eau de mer, de l'eau saumâtre ou du sol, mobiles grâce à des flagelles péritriches, fermentant les sucres et hydrolysant la chitine.
En 1971, Baumann et al. placent dans le genre Beneckea des espèces halophiles isolées de l'eau des océans : Beneckea alginolytica, Beneckea campbellii, Beneckea natriegens, "Beneckea nereida", Beneckea nigripulchritudo corrig., Beneckea parahaemolytica et Beneckea pelagia. Ultérieurement, le genre Beneckea s'est enrichi des espèces Beneckea gazogenes, Beneckea harveyi, Beneckea splendida et Beneckea vulnifica.
En 1980, les Approved Lists of Bacterial Names retiennent les espèces Beneckea alginolytica, Beneckea campbellii, Beneckea harveyi, Beneckea natriegens, Beneckea nigripulchritudo corrig., Beneckea parahaemolytica, Beneckea pelagia, Beneckea splendida et Beneckea vulnifica. En 1980, la nomenclature de Beneckea nereis corrig. a été validement publiée pour "Beneckea nereida".
En étudiant en détail les espèces du genre Beneckea, ce genre est apparu comme étant aussi hétérogène que le genre Vibrio. Aussi, en 1981, Baumann et al. transfèrent toutes les espèces dans le genre Vibrio. Cette proposition a été largement acceptée par les bactériologistes et la nomenclature de Beneckea n'est pratiquement plus utilisée.
Références :
. BAUMANN (P.), BAUMANN (L.), BANG (S.S.) and WOOLKALIS (M.J.): Reevaluation of the taxonomy of Vibrio, Beneckea, and Photobacterium: abolition of the genus Beneckea. Curr. Microbiol., 1980, 4, 127-132.
. BAUMANN (P.), BAUMANN (L.) et MANDEL (M.) : Taxonomy of marine bacteria: the genus Beneckea. J. Bacteriol., 1971, 107, 268-294.
. CAMPBELL (L.L.): Genus V. Beneckea Campbell gen. nov. In: R.S. BREED, E.G.D. MURRAY and N.R. SMITH (eds): Bergey's Manual of Determinative Bacteriology, seventh edition, The Williams & Wilkins Co, Baltimore, 1957, pp. 328-332.
. FARMER III (J.J.) : The family Vibrionaceae. In : M. Dworkin et al., eds., The Prokaryotes: An Evolving Electronic Resource for the Microbiological Community, 3rd edition, release 3.0, 5/21/1999, Springer-Verlag, New York. (http://141.150.157.117:8080/prokPUB/chaphtm/156/COMPLETE.htm).
. HARWOOD (C.S.), BANG (S.S.), BAUMANN (P.) and NEALSON (K.H.): Photobacterium logei sp. nov., nom. rev.; Beneckea nereida sp. nov., nom. rev.; and Beneckea gazogenes sp. nov., nom. rev. Int. J. Syst. Bacteriol., 1980, 30, 655.
Le test se réalise de manière extrêmement simple et rapide. Avec une effilure de pipette Pasteur, on prélève un fragment de colonie bactérienne qui est plongé dans une goutte d'une solution de désoxycholate de sodium à 0,5 p. cent déposée sur une lame de verre. Après avoir homogénéisé la culture, l'effilure de la pipette est retirée lentement du liquide toutes les 10 secondes. Lorsque le string test est positif, il se forme en moins de 60 secondes un filament visqueux, bien visible si on a pris la précaution de lever la lame à hauteur des yeux. Le string test est généralement positif pour les Vibrio spp. alors qu'il est négatif pour les Aeromonas spp. ou pour Plesiomonas shigelloides.
**** : Milieu de Wagatsuma
(D'après : HANSEN (W.) : Vibrio. In : J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Précis de bactériologie clinique, Editions ESKA, Paris, 2000, pp. 1331-1348).
Peptones : 10 g
Extraits de levure : 5 g
Mannitol : 5 g
K2HPO4 : 5 g
NaCl : 70 g
Crystal violet (solution à 0,1 p. cent) : 1 mL
Agar : 15 g
Eau distillée : 1 L
Dissoudre à chaud, ajuster le pH à 7,5, faire bouillir durant 5 minutes, ramener la température à 50 °C, ajouter du sang humain ou de lapin défibriné de manière à avoir une concentration finale de 5 p. cent, couler en boîtes de Petri.
***** : Quelques milieux sélectifs utilisés pour l'isolement de Vibrio parahaemolyticus
Gélose TCBS : Thiosulfate Citrate Bile salt Sucrose
Extraits de levure : 0,5 p. cent (poids/volume)
Peptone : 1,0 p. cent (poids/volume)
Thiosulfate de sodium : 1,0 p. cent (poids/volume)
Citrate de sodium : 1,0 p. cent (poids/volume)
Bile de bœuf : 0,8 p. cent (poids/volume)
Saccharose : 2,0 p. cent (poids/volume)
NaCl : 1,0 p. cent (poids/volume)
Citrate de fer : : 0,1 p. cent (poids/volume)
Bleu de bromothymol : 0,004 p. cent (poids/volume)
Bleu de thymol : 0,004 p. cent (poids/volume)
Agar : 1,4 p. cent (poids/volume)
pH : 8,6
Porter à ébullition pour dissoudre les ingrédients. Ne pas autoclaver.
Les colonies de Vibrio parahaemolyticus sont de couleur verte.
BTP-Teepol agar
(D'après : HONDA (T.), SORNCHAI (C.), TAKEDA (Y.) et MIWATANI (T.) : Immunological detection of the Kanagawa phenomenon of Vibrio parahaemolyticus on modified selective media. J. Clin. Microbiol., 1982, 16, 734-736.)
Extraits de viande de bœuf : 5 g/L
peptone (Difco) : 10 g/L
NaCl : 30 g/L
Saccharose : 20 g/L
Teepol : 2 mL
Agar : 15 g/L
Bleu de bromothymol : 0,08 g/L
pH : 7,8
Les colonies de Vibrio parahaemolyticus sont de couleur verte.
MAAC agar (modified arabinose ammonium sulfate cholate)
(D'après : HONDA (T.), SORNCHAI (C.), TAKEDA (Y.) et MIWATANI (T.) : Immunological detection of the Kanagawa phenomenon of Vibrio parahaemolyticus on modified selective media. J. Clin. Microbiol., 1982, 16, 734-736.)
Arabinose : 5 g/L
Polypeptone : 1 g/L
Sulfate d'ammonium : 1 g/L
NaCl : 40 g/L
Thiosulfate de sodium : 10 g/L
Cholate de sodium : 1 g/L
Bleu de bromothymol : 0,04 g/L
Agar : 15 g/L
pH : 8,6
Les colonies de Vibrio parahaemolyticus sont de couleur verte (souches n'acidifiant pas l'arabinose) ou jaune (souches acidifiant l'arabinose).
SST agar (sucrose tellurite Teepol)
(D'après : MORRIS (G.K.), MERSON (M.H.), HUQ (I.), KIBRYA (A.K.) et BLACK (R.) : Comparison of four plating media for isolating Vibrio cholerae. J. Clin. Microbiol., 1979, 9, 79-83.)
Extraits de viande de bœuf : 1 g
Peptone : 1 g
Saccharose : 1 g
Chlorure de sodium : 0,5 g
Teepol : 0,02 mL
Solution de tellurite de potassium à 0,05 p. cent : 1 mL
Solution aqueuse de bleu de bromothymol à 0,2 p. cent : 2,5 mL
Agar : 2 g
Eau distillée : 100 mL
pH : 8,0
Les colonies de Vibrio parahaemolyticus sont de couleur verte.
VP agar (Vibrio parahaemolyticus)
(D'après : MORRIS (G.K.), MERSON (M.H.), HUQ (I.), KIBRYA (A.K.) et BLACK (R.) : Comparison of four plating media for isolating Vibrio cholerae. J. Clin. Microbiol., 1979, 9, 79-83.)
Peptone : 1 g
Extraits de levure 0,5 g
Taurocholate de sodium : 0,5 g
Thiosulfate de sodium : 1 g
NaCl : 2 g
Lauryl sulfate de sodium : 0,02 g
Citrate de sodium : 1 g
Saccharose : 2 g
Bleu de bromothymol : 0,004 g
Bleu de thymol : 0,004 g
Agar : 2 g
Eau distillée : 100 mL
pH : 8,6
Les colonies de Vibrio parahaemolyticus sont de couleur verte.
Milieu de Twedt et Novelli
(D'après : JOSEPH (S.W.), COLWELL (R.R.) et KAPER (J.B.) : Vibrio parahaemolyticus and related halophilic vibrios. Crit. Rev. Microbiol., 1982, 10, 77-124.)
Peptones : 2 p. cent
Extraits de levure : 0,2 p. cent
Amidon de maïs : 0,5 p. cent
NaCl : 3 p. cent
Pénicilline 2 U/mL
Agar : 1,5 p. cent
pH 8,0
La majorité des souches de Vibrio parahaemolyticus hydrolyse l'amidon.
GST broth (Glucose salt-Teepol)
(D'après : MA-LIN (C.F.) et BEUCHAT (L.R.) : Recovery of chill-stressed Vibrio parahaemolyticus from oysters with enrichment broths supplemented with magnesium and iron salts. Appl. Environ. Microbiol., 1980, 39, 179-185.)
Peptone: 10 g/L
Extraits de viande de bœuf : 3 g/L
NaCl : 30 g/L
Glucose : 5 g/L
Violet de méthyle : 0,002 g/L
Teepol : 4 g/L
pH : 9,4
Bouillon HAE (Horie arabinose-éthyl violet)
(D'après : MA-LIN (C.F.) et BEUCHAT (L.R.) : Recovery of chill-stressed Vibrio parahaemolyticus from oysters with enrichment broths supplemented with magnesium and iron salts. Appl. Environ. Microbiol., 1980, 39, 179-185.)
Peptone : 5 g/L
Extraits de viande de bœuf : 3 g/L
NaCl : 30 g/L
Bleu de bromothymol : 0,03 g/L
Violet d'éthyl : 0,001 g/L
Arabinose : 5 g/L
pH : 9,0
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