J.P. Euzéby : Dictionnaire de Bactériologie Vétérinaire |
Créé le 27 septembre 2005
VIBRIO VULNIFICUS
Autres dénominations : Beneckea vulnifica, CDC (Centers for Disease Control and prevention) group EF-3, "Vibrio lactose-positive" (ou "L+ Vibrio" ou Lac+ Vibrio").
Voir aussi le fichier : ¤ "Vibrionales", Vibrionaceae, Vibrio.
Note : Pour une information concernant les poissons cités dans ce fichier, voir le site FishBase (rentrer le nom du genre et le nom de l'espèce dans le fichier Search FishBase).
Systématique
En 1976, Hollis et al. décrivent un vibrion halophile, phénotypiquement proche de Vibrio alginolyticus et de Vibrio parahaemolyticus, mais capable de fermenter le lactose. Cette dernière caractéristique a conduit à désigner ce germe sous les noms vernaculaires de "Vibrio lactose-positive" ou de "L+ Vibrio" ou de "Lac+ Vibrio". La même année, Reichelt et al. placent ce germe dans le genre Beneckea* et la nomenclature de Beneckea vulnifica a été incluse dans les Approved Lists of Bacterial Names.
En octobre 1979, J.J. Farmer III proposait de transférer cette espèce dans le genre Vibrio. Toutefois, pour des raisons pratiques, la nouvelle combinaison de Vibrio vulnificus n'a pas pu être citée dans les Approved Lists qui ont été publiées le 1er janvier 1980. Aussi, en octobre 1980, J.J. Farmer III publie un nouvel article dans International Journal of Systematic Bacteriology afin de valider la publication de Vibrio vulnificus.
Caractères bactériologiques
Vibrio vulnificus présente les caractères généraux du genre Vibrio.
Les souches de cette espèce sont constituées de bacilles incurvés, polymorphes, à Gram négatif, mobiles grâce à un flagelle polaire entouré d'une gaine (auquel se rajoute parfois un flagelle en position sub-polaire), ne présentant pas de flagelles latéraux après culture sur un milieu solide, non sporulés, non luminescents, halophiles, aéro-anaérobies, oxydase positive, catalase positive, possédant un métabolisme oxydatif et fermentatif et acidifiant le glucose sans production de gaz.
Les souches de Vibrio vulnificus sont capsulées. Toutefois, une variation de phase, qui se produit à une fréquence d'environ 10-4, donne naissance à des souches exprimant peu de polysaccharides capsulaires. Le locus codant pour la capsule présente une organisation génétique comparable au locus codant pour le type capsulaire 1 de Escherichia coli. Notamment, il renferme un gène wza (appelé wzaVv) nécessaire au transport du polysaccharide capsulaire. Une délétion ou un réarrangement du gène wzaVv conduit à l'obtention de souches faiblement capsulées. Cependant d'autres mécanismes interviennent car des souches faiblement capsulées ont un gène wzaVv normal et des souches dépourvues du gène wzaVv sont normalement capsulées. De fait, en 2003, Smith et Siebeling ont décrit de nouveaux locus impliqués dans la synthèse de la capsule.
Les caractères biochimiques présentés ci-dessous sont extraits du Bergey's Manual of Systematic Bacteriology, Volume 2, Part C (Farmer III et al. 2005). Sauf indications contraires, les résultats ont été obtenus après 48 heures d'incubation à 36 °C et 1 p. cent de NaCl a été rajouté aux milieux pour la réalisation des tests indole, rouge de méthyle, VP, ADH, LDC, ODC et hydrolyse de la gélatine.
. Plus de 95 p. cent des souches donnent une réponse positive aux tests réduction des nitrates, indole, LDC, lipase, sensibilité au O/129, string test**, croissance en présence de 1 p. cent de NaCl, acidification du cellobiose, du D-galactose, du maltose, du D-mannose, de la salicine et du tréhalose.
. Plus de 95 p. cent des souches donnent un résultat négatif pour les tests VP, ADH, croissance dans un milieu au KCN, croissance en présence de 8 p. cent de NaCl, utilisation du malonate, mucate, production d'hydrogène sulfuré (milieu TSI), hydrolyse de l'urée, production d'une zone d'inhibition de croissance autour d'un disque de polymyxine B, acidification de l'adonitol, du L-arabinose, du D-arabitol, du dulcitol, de l'érythritol, du glycérol, du myo-inositol, de l'alpha-méthyl-D-glucoside, du raffinose, du L-rhamnose, du D-sorbitol et du D-xylose.
. Entre 15 et 85 p. cent des souches donnent un résultat positif pour les tests ONPG, rouge de méthyle, phénylalanine désaminase, ornithine décarboxylase, hydrolyse de la gélatine (22 °C), hydrolyse de l'esculine, tartrate de Jordan, DNase à 25 °C, citrate de Simmons, croissance en présence de 6 p. cent de NaCl, acidification du lactose, du D-mannitol, du mélibiose et du saccharose.
. Sept p. cent des souches utilisent l'acétate.
Les caractères biochimiques permettent d'identifier trois biovars (voir tableau I).
. Les souches du biovar 1 sont phénotypiquement similaires à la souche type de l'espèce (souche 324 = ATCC 27562 = CAIM 610 = BCRC 12905 = CCUG 13448 = CCUG 16394 = CIP 75.4 = DSM 10143 = JCM 3725 = LMG 13545 = NBRC 15645).
. Les souches du biovar 2 se caractérisent, principalement, par l'absence de pouvoir indologène, par l'absence de décarboxylation de l'ornithine, par la fermentation du sorbitol et par l'absence de fermentation du mannitol.
Les souches du biovar 2 hébergent des plasmides de grande taille, non retrouvés chez les souches des biovars 1 et 3, et qui ne sont pas impliqués dans le pouvoir pathogène.
. Les souches du biovar 3 diffèrent des souches du biovar 1 par l'absence d'acidification du cellobiose, du lactose, du mannitol et de la salicine.
Les souches du biovar 3, pathogènes pour l'homme et présentes uniquement en Israël (Cf. infra), semblent résulter d'une recombinaison intervenue entre deux souches non pathogènes du biovar 1.
Une culture est obtenue pour des températures comprises entre 30 et 40 °C et aucune croissance n'est observée à 4 °C.
Vibrio vulnificus cultive facilement sur la plupart des milieux d'usage courant en bactériologie (gélose cœur-cervelle, gélose trypticase soja) sans qu'il soit nécessaire de rajouter du NaCl car ces milieux contiennent généralement un minimum de 0,5 p. cent de NaCl.
Après 18 à 24 heures d'incubation, les colonies obtenues sur une gélose cœur-cervelle enrichie de 5 p. cent de sang de lapin ont un diamètre de 2 à 4 mm et elles s'entourent d'une étroite zone d'hémolyse complète. Les souches capsulées donnent des colonies opaques alors que les souches non capsulées donnent des colonies transparentes.
Les souches de Vibrio vulnificus sont très hétérogènes tant sur le plan antigénique et que sur le plan génétique.
. La structure antigénique du LPS, permet de reconnaître au moins 6 sérovars parmi les souches du biovar 1. Les souches du sérovar 2 sont plus homogènes et la majorité d'entre elles possèdent un LPS particulier définissant le sérovar E. Toutefois, certaines souches du biovar 2 appartiennent aux sérovars O3 et O3/4.
. La composition biochimique de la capsule révèle une très grande hétérogénéité des souches puisque au moins 94 types capsulaires ont été identifiés.
. Les techniques génétiques (ribotypage, électrophorèse en champ pulsé, séquençage des ARNr 16S, RAPD-PCR) confirment la très grande hétérogénéité des souches et ont permis de montrer qu'une seule huître pouvait héberger environ 1000 souches différentes.
Habitat et pouvoir pathogène
Habitat
Vibrio vulnificus est présent dans l'environnement marin (notamment dans les estuaires) et dans les eaux saumâtres. Il est isolé d'eaux dont la température est comprise entre 9 et 31 °C et dont la salinité varie de 1 à 35 g par litre. Sa multiplication est favorisée par une température supérieure à 20 °C et une salinité modérée (15 à 25 g par litre). Le nombre de germes augmente ou chute en fonction de la température de l'eau. Lorsque celle-ci est inférieure à 10 °C, l'isolement de Vibrio vulnificus est difficile car les germes rentrent dans un état viable non cultivable. Les cellules prennent alors un aspect coccoïde, le profil des acides gras membranaires se modifie, la résistance mécanique de la paroi augmente et le transport des acides aminés est réduit. La réversion vers les formes normales est favorisée par une augmentation graduelle de la température. Une absence de NaCl peut également conduire à l'obtention de formes viables non cultivables.
La répartition géographique est vaste et cette bactérie a été isolée des eaux côtières du Japon, de la Corée, de Taiwan, des USA (Golfe du Mexique, Nouvelle Angleterre, nord-est de la côte pacifique), de l'Australie, d'Israël, d'Italie, de France, d'Espagne, de Belgique, d'Allemagne, de Hollande, du Danemark, de Suède...
En France, cette bactérie a été mise en évidence dans les estuaires et les eaux de la Manche et de l'Atlantique. En revanche, elle n'a pas pu être isolée des eaux de la Méditerranée.
Vibrio vulnificus se trouve à l'état libre dans l'eau ou associé au zooplancton et à la végétation marine. Les coquillages (huîtres, moules, clams, coquilles Saint-Jacques ...) se contaminent par filtration de l'eau et le germe est présent dans l'intestin et les tissus. Lorsque la température de l'eau est favorable à la multiplication, un gramme de broyat d'huîtres peut renfermer 103 à 106 bactéries. Vibrio vulnificus est également présent chez les crevettes et il est isolé du mucus cutané, des muscles et de l'intestin des poissons (Sardinella longiceps, Rastrelliger kanagurta, Nemipterus japonicus, Johnius dussumueri, Pampus argentius, Saurida tumbil, Oreochromis mosambica ...).
Les souches des biovars 1 et 3 ne sont pathogènes que pour l'homme alors que les souches du biovar 2 sont pathogènes pour les anguilles d'élevage et parfois pour l'homme. L'infection des anguilles sauvages par les souches du biovar 2 n'est pas documentée.
Infections dues aux souches du biovar 1
Les souches du biovar 1 sont principalement responsables de septicémies et d'infections des plaies. Ces souches sont particulièrement virulentes et les infections se caractérisent par une évolution très rapide (une issue fatale intervient souvent en moins de 4 jours et, parfois, en quelques heures) et par un taux de mortalité particulièrement important puisqu'il peut atteindre 65 à 75 p. cent dans les formes septicémiques et 25 à 50 p. cent lors d'infections des plaies.
Les septicémies sont avant tout observées chez des patients dont la concentration en fer sérique est augmentée (affections hépatiques, hépatites virales, hémochromatose, éthylisme chronique) ou chez des individus présentant une pathologie sous-jacente (diabète, cancers, immunodépression, thalassémie, maladies des reins, maladies chroniques de l'intestin).
Les malades présentent un accès fébrile d'apparition brutale, souvent accompagné de vomissements, de diarrhées, de douleurs abdominales et de douleurs des extrémités. Chez environ 50 p. cent des malades, dans les 24 heures qui suivent l'apparition des premiers symptômes, on assiste à la formation de lésions secondaires, notamment au niveau des extrémités. Ces lésions consistent en la formation de bulles remplies d'un liquide hémorragique et pouvant donner des ulcères nécrotiques ou gangreneux, s'étendant rapidement et nécessitant un débridement chirurgical ou une amputation. Par la suite, plus de 60 p. cent des individus développent un choc avec une hypotension et certains d'entre eux ont un état mental altéré.
Les septicémies résultent soit de la consommation de produits de la mer crus ou insuffisamment cuits (notamment d'huîtres), soit de l'infection de plaies souillées par de l'eau de mer, soit de blessures occasionnées par la manipulation de poissons ou de coquillages. Un cas inhabituel a été décrit chez une femme présentant des ulcères sur les jambes et soignée par application de sang de poissons (méthode de traitement traditionnelle dans certaines régions d'Afrique). La dose infectante pour l'homme est très faible et des infections fatales ont été observées après l'ingestion d'une seule huître.
L'infection des plaies superficielles, non suivie de septicémie, résulte d'un contact avec de l'eau de mer ou du contact avec des poissons ou d'autres produits de la mer. Elle se traduit par une douleur localisée, un œdème, un érythème et parfois par une nécrose des tissus pouvant nécessiter un débridement chirurgical ou une amputation.
A la suite de l'ouragan Katrina (août 2005), au moins 17 cas d'infections des plaies, dont trois cas mortels, ont été rapportés chez des individus vivant en Louisiane et au Mississippi.
Vibrio vulnificus est, peut-être, responsable de gastro-entérites. La réalité de ces gastro-entérites est parfois contestée car, dans la plupart des études, la recherche d'autres agents pathogènes n'a pas été réalisée. Les gastro-entérites, qui représenteraient environ 5 à 10 p. cent des infections, s'accompagnent de douleurs abdominales, de vomissements et de diarrhées et elles sont pratiquement toujours consécutives à la consommation d'huîtres.
D'autres infections sont rarement décrites : pneumonies chez des personnes victimes de noyades, myosites, otites, kératites, un cas d'uvéite (ayant entraîné l'énucléation d'un œil) chez un individu ayant consommé du poisson cru (Conger myriaster), deux cas d'endométrite chez des femmes porteuses de stérilets, un cas d'endométrite consécutive à un rapport sexuel en mer et un cas d'abcès des ovaires chez une femme non porteuse d'un stérilet.
Durant les mois chauds, la très grande majorité des huîtres récoltées dans les zones contaminées hébergent le germe, de nombreux individus à risque consomment des coquillages ou ont un contact avec l'eau de mer et, pourtant, le nombre de cas identifiés est faible. Les infections sont principalement observées lorsque la température de l'eau est supérieure à 20 °C. À une telle température, Vibrio vulnificus se multiplie rapidement et la contamination de l'environnement, des coquillages ou des produits de la mer est importante. Cette notion d'augmentation de la température explique que les cas d'infections observés en Belgique, en Allemagne, en Hollande, au Danemark et en Suède se sont produits à la faveur d'étés particulièrement chauds.
Aux USA, Vibrio vulnificus est responsable de 95 p. cent des décès consécutifs à la consommation de produits de la mer et les états les plus concernés sont ceux bordant le Golfe du Mexique. Entre 1989 et 2004, 404 cas d'infections ont été observés avec un taux de mortalité de 51 p. cent. En Caroline du Nord, les infections à Vibrio vulnificus sont des maladies à déclaration obligatoire. La publicité donnée à ces infections conduit à une diminution de la vente des coquillages et des poissons et elle est à l'origine de pertes économiques.
A Taiwan, 84 cas de vibriose à Vibrio vulnificus ont été décrits entre 1995 et 2000 et le taux de mortalité a été de 30 p. cent.
En France, quatre cas de septicémie et un cas d'infection cutanée ont été identifiés par le "Centre National de Référence des Vibrions et du Choléra" entre 1995 et 1998. La source potentielle de contamination était un contact avec l'eau de l’océan Atlantique.
Même si Vibrio vulnificus a été isolé des eaux de la Méditerranée (Espagne et Italie), les isolements sont rares car le germe y est peu abondant en raison d'une salinité élevée (36 à 39 g par litre), défavorable à une multiplication abondante. De fait, aucun cas d'infection ne semble avoir été consécutif à des baignades dans la Méditerranée ou à la consommation des produits de la mer pêchés en Méditerranée.
Infections provoquées par les souches du biovar 2
Les souches du biovar 2 sont responsables d'une maladie provoquant des pertes économiques très importantes chez les anguilles élevées en eau saumâtre. Cette maladie, appelée peste rouge, plaie rouge, maladie rouge, maladie des ulcères ou maladie des furoncles rouges, a été décrite pour la première fois au Japon au milieu des années mille neuf cent soixante-dix. En 1989, elle a été observée en Espagne et cette vibriose s’est maintenant répandue dans toute l’Europe, incluant le Royaume Uni et les pays nordiques, où les températures élevées atteintes au cours de certains étés ont favorisé une augmentation notable du nombre d’épidémies. Le réservoir de germes est constitué par les poissons malades et l'eau. Le germe pénètre par les branchies puis il se dissémine dans tout l'organisme.
Trois sérovars ont été identifiés chez les souches du biovar 2, mais le sérovar E est épidémiologiquement le plus important car il est le seul capable de provoquer à la fois de sérieuses épizooties chez les anguilles d'élevage et des infections humaines (Cf. infra).
Les conditions de l'élevage intensif (température de l'eau d'environ 30 °C, faible salinité de l'eau et grande densité d'animaux) sont optimales pour permettre une multiplication abondante de Vibrio vulnificus et elles favorisent la transmission du germe.
Lorsque la vibriose due au sérovar E apparaît pour la première fois dans un élevage, le taux de mortalité est si élevé qu’il peut causer la fermeture des installations. Les traitements peuvent ralentir l’évolution de la maladie, mais ils n’éradiquent pas le germe. Celui-ci persiste chez les animaux survivants qui se comportent comme des porteurs sains et il survit à l’extérieur de l’hôte, dans l'eau ou associé à des surfaces sous la forme de biofilms. Aussi, après une épizootie initiale, il est fréquent d'observer des épidémies récurrentes associées à des périodes de stress, même si l’eau salée est remplacée par de l’eau douce.
Les anguilles infectées sont léthargiques et elles restent au fond des bassins. Puis apparaissent des pétéchies sur l'abdomen, des hémorragies des nageoires, des lésions hémorragiques des branchies et, parfois, un prolapsus rectal. La partie antérieure de l'abdomen est dilatée et la peau présente des ulcères rouges, de grande taille, avec un centre jaunâtre ou blanchâtre. À l'autopsie, on note une inflammation des tissus et de l'intestin, une accumulation de liquide dans l'abdomen, une pâleur du foie qui présente également des lésions hémorragiques et une hypertrophie des reins.
Les souches du biovar 2 sont parfois responsables d'infections chez des individus manipulant des anguilles et elles sont responsables d'infections des plaies pouvant conduire à une septicémie létale. Les souches du biovar 2 sont donc d'authentiques agents de zoonoses.
Infections dues aux souches du biovar 3
Le biovar 3 a été caractérisé à la faveur d'épidémies, ayant concerné plus de 200 individus, et décrites en Israël durant les étés particulièrement chauds des années 1996 et 1997. Tous les cas ont été consécutifs à la manipulation de tilapias d'élevage (Tilapia galilaea ou Sarotherodon galilaeus galilaeus) et notamment à des blessures provoquées par les épines des nageoires dorsales et anales.
Les tilapias sont des poissons d'eau douce, mais l'augmentation de l'évaporation, due à la chaleur, a permis d'augmenter la salinité de l'eau des élevages.
L'interdiction de la vente de poissons vivants et l'obligation de nettoyer les poissons avant commercialisation ont permis de contrôler ces épidémies et, depuis 1997, seuls quelques cas sporadiques ont été observés.
La maladie est comparable à celle observée lors de l'infection des plaies par des souches du biovar 1. Aucun cas de mortalité n'a été décrit en 1996 et 1997, mais entre 2000 et 2002, un taux de mortalité de 20 p. cent a été observé lors d'infections sporadiques.
Facteurs de pathogénicité
De nombreux facteurs de pathogénicité ont été décrits. Cependant, ils n'expliquent ni la rapidité d'évolution de l'infection ni les intenses destructions tissulaires observées.
Le modèle expérimental le plus sensible est constitué par des souris aux quelles on administre du fer-dextran et qui présentent une surcharge ferrique. L'utilisation de ce modèle montre qu'il existe au sein du biovar 1 des souches virulentes et des souches non virulentes. Chez une souris normale, la DL50 (dose létale 50, dose permettant d'obtenir la mort de 50 p. cent des animaux) est obtenue par l'injection intrapéritonéale de 106 cellules d'une souche virulente du biovar 1 alors que chez une souris présentant une surcharge ferrique, la DL50 est obtenue avec moins de 10 cellules. Dans le même modèle, la DL50 d'une souche non virulente est d'environ 104 cellules. Les infections dues au biovar 1 résulteraient donc de la contamination par quelques souches virulentes. Un test PCR, amplifiant une séquence de 200 pb, permet de caractériser les souches virulentes (ou C-type, C pour clinical origin) et les souches présentes uniquement dans l'environnement ( ou E-type, E pour environmental origin).
La DL50 des souches du biovar 2 varie de 9,4 x 103 à 2,5 105 unités formant colonies par anguille.
Les facteurs de pathogénicité, identiques pour les souches des biovars 1 et 2, ne semblent pas avoir été étudiés pour les souches du biovar 3
Capsule
La capsule est un facteur de pathogénicité important. Les mutants non capsulés sont moins virulents pour la souris et des anticorps anti-polysaccharides capsulaires sont protecteurs. Cependant, l'extrême diversité de la capsule s'oppose à l'utilisation d'antigènes capsulaires en tant que vaccin.
Comme c'est le cas pour les autres bactéries capsulées, la capsule protège la bactérie de l'effet bactéricide du sérum et elle s'oppose à la phagocytose.
La capsule de Vibrio vulnificus joue également un rôle dans l'apparition du choc septique : (i) l'injection de polysaccharides capsulaires à la souris stimule la production de TNF-alpha et cette stimulation est plus importante que celle obtenue avec le LPS ; (ii) in vitro, les polysaccharides capsulaires purifiés induisent, de manière dose dépendante, la synthèse de TNF-alpha par les cellules mononucléées et ils augmentent la transcription de l'ARNm de l'interleukine-6.
La mise en évidence d'une capsule (obtention de colonies opaques) reste l'un des meilleurs critères pour apprécier facilement la virulence d'une souche.
LPS
Le lipo-polysaccharide (LPS) de Vibrio vulnificus biovar 1 est moins pyrogène que le LPS de la plupart des bactéries à Gram négatif. De même l'administration de LPS à des souris conduit à une faible augmentation de TNF-alpha. In vitro, le LPS de Vibrio vulnificus biovar 1 est 10 à 100 fois moins efficace que le LPS de Escherichia coli pour stimuler la synthèse de TNF-alpha et d'IL-6. Toutefois, in vivo, le LPS pourrait jouer un rôle important dans la synthèse de cytokines pro-inflammatoires, en synergie avec la capsule.
Le LPS de la grande majorité des souches du biovar 2 appartient au sérovar E. Ce LPS est un facteur important de pathogénicité pour les anguilles car il s'oppose à l'effet bactéricide du sérum (activation de la voie alterne du système complémentaire). Cette action est due aux chaînes latérales car des mutants R sont tués par la voie alterne du système complémentaires et ils sont non virulents pour les anguilles.
Les souches du biovar 1 sont incapables d'infecter les anguilles car elles sont sensibles à l'effet bactéricide du sérum.
Pili
La présence de pili est corrélée à l'adhésion aux cellules HEp-2 et les souches isolées d'infections humaines possèdent plus de pili que les souches non virulentes.
L'inactivation du gène qui code pour une peptidase permettant le clivage du peptide leader et l'assemblage des monomères de piline (gène pilD préalablement nommé vvpD) permet d'obtenir des souches dépourvues de pili qui adhèrent peu aux cellules HEp-2 et qui sont moins pathogènes pour les souris surchargées en fer. Toutefois, une mutation du gène pilD a des effets pléiotropes (inhibition de la production de chitinase, d'hémolysine et de protéase) et il est difficile d'apprécier l'importance de la réduction du nombre de pili dans l'atténuation du pouvoir pathogène.
Flagelles
À partir d'une souche mutante incapable de synthétiser l'hémolysine et la métalloprotéase (Cf. infra), on a pu obtenir un mutant incapable de coder pour le corpuscule basal des flagelles. Un tel mutant, dépourvu de flagelle, présente une adhésion diminuée vis-à-vis de cellules HeLa et il est beaucoup moins virulent pour les souriceaux nouveau-nés (par rapport à la souche parentale, la DL50 est augmentée d'un facteur 10 000). Par la suite, d'autres mutants incapables de synthétiser des flagelles ont été obtenus et tous présentent une virulence diminuée pour la souris.
Acquisition du fer
L'augmentation de la concentration sérique en fer accroît la sensibilité aux infections par Vibrio vulnificus. Le fer joue un double rôle car il est nécessaire à la multiplication du germe et une surcharge en fer inhibe la phagocytose. Des travaux effectués sur des souris traitées par du fer-dextran semblent cependant montrer que la plus grande sensibilité des animaux est principalement liée à une augmentation de la multiplication de Vibrio vulnificus.
Vibrio vulnificus produit deux sidérophores : la vulnibactine (un sidérophore de la famille des phénolates) et un sidérophore de la famille des hydroxamates. La vulnibactine est capable d’utiliser le fer lié à la transferrine et à la lactoferrine du sérum humain après clivage de ces protéines par une protéase sécrétée par Vibrio vulnificus. Des mutants incapables de synthétiser la vulnibactine sont moins virulents lorsqu'ils sont administrés par voir intragastrique à des souriceaux nouveau-nés. De même, des mutants incapables d'exprimer le récepteur pour la vulnibactine sont moins pathogènes pour la souris.
Synthèse de protéines extra-cellulaires
Vibrio vulnificus excrète plusieurs toxines et enzymes dont certaines jouent un rôle dans la survie du germe dans le milieu extérieur. Ainsi, la production d'une chitinase permet à la bactérie d'adhérer à la chitine présente dans l'exosquelette du zooplancton.
Deux protéines extra-cellulaires, l'hémolysine et la métalloprotéase ont fait l'objet de nombreux travaux pour expliquer le pouvoir pathogène de Vibrio vulnificus. Le rôle des ces protéines demeure cependant énigmatique. L'injection de protéines purifiées permet de reproduire des signes cliniques caractéristiques, mais des mutants incapables de synthétiser l'une ou l'autre ou les deux protéines ne présentent pas un pouvoir pathogène significativement atténué.
L'hémolysine également appelée cytotolysine est une protéine thermolabile de 56 kDa, capable de détruire les globules rouges des mammifères et douée d'une activité cytotoxique pour diverses lignées cellulaires comme les cellules CHO (Chinese Hamster Ovary). L'hémolysine injectée dans la peau du cobaye augmente la vasoperméabilité et, injectée à la souris, elle induit des lésions cutanées similaires aux lésions observées lors de l'infection. La cytolysine forme des pores dans les membranes cellulaires, elle induit une apoptose des cellules endothéliales et elle stimule la guanylate cyclase (l'augmentation du taux de GMPc dans les cellules endothéliales conduit à une vasodilatation et à un œdème).
La cytolysine est codée par les gène vvhA dont les séquences ne sont pas identiques chez les souches des biovars 1 et 2.
La métalloprotéase, qui requiert du zinc pour exercer son activité catalytique, agit sur le collagène, l'élastine et la caséine. L'injection de métalloprotéase à des souris provoque une nécrose du derme, une augmentation de la vasoperméabilité et un œdème.
Plus récemment, la production d'une toxine RTX (voir le fichier ¤ "Les toxines RTX) a été mise en évidence. Cette toxine est douée de plusieurs fonctions : formation de pores dans les érythrocytes, dépolymérisation de l'actine des cellules HeLa, activité cytotoxique pour les cellules Hep2, activité cytotoxique pour les cellules intestinales humaines INT407.
Le rôle de cette toxine in vivo est encore controversé. La DL50 pour les souriceaux nouveau-nés d'un mutant ne synthétisant pas la toxine RTX est 100 fois supérieure à celle d'une souche non mutée. Toutefois, inoculée par voie sous-cutanée à des souris traitées par le fer-dextran, un mutant RTX- se révèle aussi pathogène que la souche sauvage.
Lors de contamination des plaies, le prélèvement est cultivé en parallèle sur un milieu non sélectif, par exemple une gélose au sang, et sur un milieu sélectif. Le milieu sélectif le plus utilisé est le milieu TCBS qui peut être avantageusement remplacé par un milieu tel que la gélose CC (voir la note ***).
Lors de septicémies, les milieux classiquement utilisés pour les hémocultures permettent la croissance de Vibrio vulnificus. Toutefois, la concentration en NaCl est souvent sub-optimale ce qui peut conduire à l'apparition de cellules bactériennes anormales aussi bien dans leur taille que dans leur forme.
La recherche du germe dans les selles ou dans le milieu extérieur fait appel à un enrichissement dans une eau peptonée alcaline (eau peptonée à pH 8,6 et contenant 1 p. cent de NaCl) ou dans un bouillon PNCC (voir la note ***) suivit d'un isolement sur l'un des milieux sélectifs présentés dans la note ***.
Pour l'isolement des souches du biovar 2, Sanjuan et Amaro préconisent un enrichissement dans du sérum frais d'anguilles, dilué au 1 cinquième dans du PBS contenant 1 p. cent de NaCl. L'isolement est ensuite réalisé sur une gélose VVM (voir la note ***).
L'identification biochimique des Vibrio spp. devrait nécessiter la réalisation d'au moins 25 tests : résistance au O/129, oxydase, réduction des nitrates, ONPG, indole (recherche effectuée dans un bouillon cœur-cervelle contenant 1 p. cent de NaCl), production d'acétoïne (recherche effectuée dans un milieu de Barrit contenant 1 p. cent de NaCl), LDC, ODC et ADH (recherches effectuées dans des milieux de Moeller contenant 1 p. cent de NaCl), lipase, acidification du glucose avec recherche de la production de gaz, acidification du L-arabinose, du D-arabitol, du cellobiose, du lactose, du maltose, du mannitol, du saccharose, de la salicine, croissance en présence de 0, 1, 6, 8, 10 et 12 p. cent de NaCl.
Vibrio vulnificus est une espèce LDC positive et ADH négative. Les principaux caractères permettant de différencier Vibrio vulnificus d'autres espèces du genre Vibrio présentant ou pouvant présenter des caractères similaires sont donnés dans le tableau II.
Les systèmes commercialisés, prêts à l'emploi, ne sont pas toujours en mesure d'identifier correctement des souches typiques de Vibrio vulnificus. Une étude portant sur 10 souches montre que les pourcentages de souches correctement identifiées sont de 60 pour le système API 20E, de 90 pour le système Crystal E/NF, de 50 pour le système MicroScan Neg ID2, de 60 pour le système MicroScan Rapid Neg ID3, de 50 pour le système Vitek GNI+ et de 70 pour le système Vitek ID-GNB.
Une confirmation de l'identification biochimique peut être obtenue par un test immuno-enzymatique utilisant des anticorps monoclonaux dirigés contre une protéine intracellulaire spécifique de Vibrio vulnificus (antigène VVA pour Vibrio vulnificus Antigen) ou par l'utilisation de sondes spécifiques du gène vvhA (codant pour la cytolysine). Une sonde marquée à la phosphatase alcaline (séquence CAGCTGTCACGGCAGTTGGAACCA) s'est révélée extrêmement sensible et spécifique pour caractériser les isolats cliniques et environnementaux.
L'amplification par PCR de diverses séquences du gène vvhA est utilisée pour détecter la présence de Vibrio vulnificus dans les coquillages ou dans l'environnement. Cette technique permet de mettre en évidence non seulement les formes normales mais aussi les formes viables et non cultivables. Senoh et al. ont décrit des amorces permettant d'amplifier sélectivement les gènes vvhA du biovar 1 ou du biovar 2.
Sensibilité aux antibiotiques
Vibrio vulnificus est sensible à de nombreux antibiotiques actifs sur les bactéries à Gram négatif.
Les résultats obtenus par Farmer III et Hickman-Brenner et portant sur 130 souches sont les suivants :
Pénicilline G : 2 p. cent de souches sensibles
Ampicilline : 99 p. cent de souches sensibles
Carbénicilline : 54 p. cent de souches sensibles
Céfalotine : 65 p. cent de souches sensibles
Colistine : 2 p. cent de souches sensibles
Tétracycline : 99 p. cent de souches sensibles
Sulfadiazine : 28 p. cent de souches sensibles
Chloramphénicol : 100 p. cent de souches sensibles
Streptomycine : 42 p. cent de souches sensibles
Kanamycine : 53 p. cent de souches sensibles
Gentamicine : 100 p. cent de souches sensibles
Acide nalidixique : 99 p. cent de souches sensibles
Les souches isolées à Taiwan entre 1995 et 2000 étaient toutes sensibles à l'ampicilline (1 µg/mL), à la carbénicilline (4 µg/mL), à la céfalotine (4 µg/mL), au céfamandole (2 µg/mL), au céfotaxime (<0,03–0,06 µg/mL), à la ceftriaxone (<0,03 µg/mL), au céfopérazone (0,12 µg/mL), à l'aztréonam (8 µg/mL), à l'imipénème (<0,03–0,12 µg/mL), à la gentamicine (4 µg/mL), à l'amikacine (8 µg/mL), à la tétracycline (0,25 µg/mL), à la minocycline (0,06–0,25 µg/mL), au chloramphénicol (0,5 µg/mL), à l'ofloxacine (<0,03 µg/mL), à la loméfloxacine (0,12 µg/mL), à la ciprofloxacine (<0,03–0,03 µg/mL), à la lévofloxacine (0,03 µg/mL), au moxifloxacine (0,06 µg/mL), à la gatifloxacine (0,06 µg/mL) et à la sparfloxacine (0,06 µg/mL) (20–23),
Quelques souches étaient résistantes à la ceftazidime (CMI 32 µg/mL) et au moxalactam (CMI 32 µg/mL).
Toutes les souches étaient résistantes à la clindamycine (CMI >256 µg/mL).
Des études effectuées in vivo montrent que les tétracyclines, les nouvelles fluoroquinolones (lévofloxacine, moxifloxacine, gatifloxacine, sparfloxacine, ciprofloxacine, loméfloxacine), les associations céfotaxime-minocycline ou céfotaxime-ciprofloxacine sont les plus efficaces.
Le traitement des anguilles fait souvent appel à l'acide oxolinique, même si des souches résistantes ont été décrites.
Prophylaxie
En zones contaminées, seule une prophylaxie sanitaire peut prévenir les infections humaines : éviter la consommation de coquillages crus et de poissons crus, éviter la contamination croisée d'autres denrées alimentaires (lavage des mains après la manipulation de produits de la mer, absence de contact entre les denrées alimentaires et les coquillages ou les poissons crus), éviter les bains lors de blessures, manipuler avec précaution les poissons et les coquillages.
En Floride, la vente (magasins, restaurants) de coquillages non cuits et de poissons crus émincés doit être accompagnée de l'avertissement suivant : "Consumer Information—There is a risk associated with consuming raw oysters or any raw animal protein. If you have chronic illness of the liver, stomach, or blood or have immune disorders, you are at a greater risk of serious illness from raw oysters and should eat oysters fully cooked. If unsure of your risk, consult a physician". Le "Department of Health and Council of Agriculture" de Taiwan devrait prochainement suivre cet exemple.
Pour le biovar 3, l'interdiction de la vente de tilapias vivants et l'obligation de vendre les poissons éviscérés, réfrigérés et débarrassés de leurs nageoires a permis d'enrayer les épidémies observées en Israël.
La détection des coquillages contaminés et l'interdiction de leur vente diminuent les risques liés à la consommation de coquillages crus. La présence de Vibrio vulnificus n'étant pas corrélée à une contamination fécale, ce dépistage nécessite la recherche spécifique du germe.
L'infection des anguilles peut être évitée en élevant les animaux en eau douce. Toutefois, cette méthode ne permet pas l'éradication du germe.
Un vaccin inactivé (Vulnivaccine), enrichi en toxines, a été produit sous licence par l’Université de Valence (Espagne). Ce vaccin a fait la preuve de son efficacité dans des élevages espagnols et danois. Le vaccin est administré aux civelles par immersion prolongée (8 à 10 heures), renouvelée deux fois à un intervalle de 12 à 14 jours. Les anguilles vaccinées développent une réponse immunitaire mucosale et systémique et sont protégées contre la maladie durant au moins six mois.
Dans le but d’assurer la protection des animaux durant toute la période de croissance (environ 2 ans), l'efficacité d'un rappel de vaccination par voie orale a été testée en laboratoire et sur le terrain. Les résultats montrent qu'un tel rappel vaccinal augmente à la fois la protection et les titres en anticorps mesurés dans le sérum, le mucus de la peau et la bile.
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Le genre Beneckea a été proposé dans la septième édition du Bergey's Manual of Determinative Bacteriology. Ce genre incluait six espèces, Beneckea labra, Beneckea ureasophora, Beneckea chitinovora, Beneckea hyperoptica, Beneckea indolthetica et Beneckea lipophaga. Le genre Beneckea était défini comme un genre regroupant des bactéries à Gram négatif, isolées de l'eau de mer, de l'eau saumâtre ou du sol, mobiles grâce à des flagelles péritriches, fermentant les sucres et hydrolysant la chitine.
En 1971, Baumann et al. placent dans le genre Beneckea les espèces suivantes : Beneckea alginolytica, Beneckea campbellii, Beneckea natriegens, "Beneckea nereida", Beneckea nigripulchritudo corrig., Beneckea parahaemolytica et Beneckea pelagia. Ultérieurement, le genre Beneckea s'est enrichi des espèces Beneckea gazogenes, Beneckea harveyi, Beneckea splendida et Beneckea vulnifica.
En 1980, les Approved Lists of Bacterial Names retiennent les espèces Beneckea alginolytica, Beneckea campbellii, Beneckea harveyi, Beneckea natriegens, Beneckea nigripulchritudo corrig., Beneckea parahaemolytica, Beneckea pelagia, Beneckea splendida et Beneckea vulnifica. En 1980, la nomenclature de Beneckea nereis corrig. a été validement publiée pour "Beneckea nereida".
En étudiant en détail les espèces du genre Beneckea, ce genre est apparu comme étant aussi hétérogène que le genre Vibrio. Aussi, en 1981, Baumann et al. transfèrent toutes les espèces dans le genre Vibrio. Cette proposition a été largement acceptée par les bactériologistes et la nomenclature de Beneckea n'est pratiquement plus utilisée.
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Le test se réalise de manière extrêmement simple et rapide. Avec une effilure de pipette Pasteur, on prélève un fragment de colonie bactérienne qui est plongé dans une goutte d'une solution de désoxycholate de sodium à 0,5 p. cent déposée sur une lame de verre. Après avoir homogénéisé la culture, l'effilure de la pipette est retirée lentement du liquide toutes les 10 secondes. Lorsque le string test est positif, il se forme en moins de 60 secondes un filament visqueux, bien visible si on a pris la précaution de lever la lame à hauteur des yeux. Le string test est généralement positif pour les Vibrio spp. alors qu'il est négatif pour les Aeromonas spp. ou pour Plesiomonas shigelloides.
*** : Quelques milieux sélectifs utilisés pour l'isolement de Vibrio vulnificus
Gélose TCBS : Thiosulfate Citrate Bile salt Sucrose
Extraits de levure : 0,5 p. cent (poids/volume)
Peptone : 1,0 p. cent (poids/volume)
Thiosulfate de sodium : 1,0 p. cent (poids/volume)
Citrate de sodium : 1,0 p. cent (poids/volume)
Bile de bœuf : 0,8 p. cent (poids/volume)
Saccharose : 2,0 p. cent (poids/volume)
NaCl : 1,0 p. cent (poids/volume)
Citrate de fer : : 0,1 p. cent (poids/volume)
Bleu de bromothymol : 0,004 p. cent (poids/volume)
Bleu de thymol : 0,004 p. cent (poids/volume)
Agar : 1,4 p. cent (poids/volume)
pH : 8,6
Porter à ébullition pour dissoudre les ingrédients. Ne pas autoclaver.
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur verte ou, pour environ 15 p. cent des souches, de couleur jaune.
VV agar (Vibrio vulnificus agar)
(D'après : BRAYTON (P.R.), WEST (P.A.), RUSSEK (E.) et COLWELL (R.R.) : New selective plating medium for isolation of Vibrio vulnificus biogroup 1. J. Clin. Microbiol., 1983, 17, 1039-1044.)
Eau distillée : 900 mL
Bacto-Peptone (Difco) : 2,0 g
Casamino Acids (Difco) : 0,5 g
Bile de bœuf (Difco) : 8,0 g
NaCl : 10,0 g
MgCl2.6H2O : 2,0 g
KCl : 1,0 g
Cristal violet (solution aqueuse à 0,15 p. cent) : 1,0 mL
Bacto-Agar (Difco) : 15,0 g
Salicine (solution aqueuse à 20 p. cent) : 5,0 mL
Tween 80 (solution aqueuse à 10 p. cent) : 5,0 mL
Tellurite de potassium (solution aqueuse à 0,5 p. cent) : 1,0 mL
pH : 8,6
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur grise avec un centre plus foncé.
VVM agar (Vibrio vulnificus medium)
(D'après : CERDÀ-CUÉLLAR (M.), JOFRE (J.) et BLANCH (A.R.) : A selective medium and a specific probe for detection of Vibrio vulnificus. Appl. Environ. Microbiol., 2000, 66, 855-859.
D-cellobiose : 15 g
NaCl : 10 g
Extraits de levure : 4 g
MgCl2.6H2O : 4 g
KCl : 4,0 g
Rouge de crésol : 40 mg
Bleu de bromothymol : 40 mg
Polymyxine B : 105 U/L
Colistine : 105 U/L
Agar : 15 g
Eau distillée : 1,0 L
pH : 8,5
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur jaune.
VVMc agar
(D'après HARWOOD (V.J.), GANDHI (J.P.) et WRIGHT (A.C.) : Methods for isolation and confirmation of Vibrio vulnificus from oysters and environmental sources: a review. J. Microbiol. Methods., 2004, 59, 301-316.)
Même composition que le milieu VVM, mais sans polymyxine B.
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur jaune.
CPC agar (Cellobiose, Polymyxin B, Colistin)
(D'après MASSAD (G.) et OLIVER (J.D.) : New selective and differential medium for Vibrio cholerae and Vibrio vulnificus. Appl. Environ. Microbiol., 1987, 53, 2262-2264.)
Solution 1
Bacto-peptone (Difco) : 10 g
Extraits de viande de bœuf : 5 g
NaCl : 20 g
Bleu de bromothymol : 40 mg
Rouge de crésol : 40 mg
Agar : 15 g
Eau distillée : 900 mL
pH : 7,6
Autoclaver à 121 °C durant 15 minutes et refroidir à 55 °C.
Solution 2
Cellobiose : 15 g
Colistine : 1,36 X 106 U
Polymyxine B 105 U
Eau distillée 100 mL
Stériliser par filtration et ajouter à la solution 1.
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur jaune.
mCPC agar (modified CPC agar)
(D'après HARWOOD (V.J.), GANDHI (J.P.) et WRIGHT (A.C.) : Methods for isolation and confirmation of Vibrio vulnificus from oysters and environmental sources: a review. J. Microbiol. Methods., 2004, 59, 301-316.)
Même composition que le milieu CPC, mais la quantité de colistine est diminuée (4 X 105 U/L).
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur jaune.
CC agar
(D'après HARWOOD (V.J.), GANDHI (J.P.) et WRIGHT (A.C.) : Methods for isolation and confirmation of Vibrio vulnificus from oysters and environmental sources: a review. J. Microbiol. Methods., 2004, 59, 301-316.)
Même composition que le milieu mCPC agar, mais sans polymyxine B. Le pH est ajusté à 8,5.
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur jaune.
VVE agar (Vibrio vulnificus enumeration agar)
(D'après : MICELI (G.A.), WATKINS (W.D.) et RIPPEY (S.R.) : Direct plating procedure for enumerating Vibrio vulnificus in oysters (Crassostrea virginica). Appl. Environ. Microbiol., 1993, 59, 3519-3524.)
Tryptose : 10 g
Cellobiose : 5 g
NaCl : 20 g
Extraits de levure : 5 g
Lactose : 0,1 g
Agar : 15 g
Bile de bœuf : 1,0 g
K2PO4 : 1 g
KH2PO4 : 1 g
MgSO4.7H2O : 0,1 g
Eau distillée : qsp. 1 L
Ajuster le pH à 8,5, autoclaver 15 minutes à 121 °C, refroidir à 50 °C, puis ajouter les constituants suivants :
Cholate de sodium : 1 g
Taurocholate de sodium : 1 g
Tellurite de potassium : 0,005 g
FeCl3.7H2O : 0,1 g
X-Gal (5-bromo-4chloroindoxyl-bêta-D galactopyranoside) : 0,1 g
Les colonies de Vibrio vulnificus ont une couleur bleue verte.
VVA agar (Vibrio vulnificus agar)
(D'après : WRIGHT (A.C.), MICELI (G.A.), LANDRY (W.L.), CHRISTY (J.B.), WATKINS (W.D.) et MORRIS Jr. (J.G) : Rapid identification of Vibrio vulnificus on nonselective media with an alkaline phosphatase-labeled oligonucleotide probe. Appl. Environ. Microbiol., 1993, 59, 541-546.
NaCl : 30 g
Cellobiose : 10 g
Protéose peptone : 20 g
Bleu de bromothymol : 0,6 g
Agar : 25 g
Eau distillée : 1 L
pH : 8,0
Les colonies de Vibrio vulnificus sont de couleur jaune.
Bouillon PNCC (Peptone, NaCl, Cellobiose, Colistine)
(D'après : HSU (W.Y.), WEI (C.I.) et TAMPLIN (M.L.) : Enhanced broth media for selective growth of Vibrio vulnificus. Appl. Environ. Microbiol., 1998, 64, 2701-2704.).
Peptone : 5 p. cent
NaCl: : 1 p. cent
Cellobiose : 0,08 p. cent
Colistine : 1 à 4,1 U
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